Mikroskopisch-botanisches Praktikum E-Book

Gerhard Wanner

• Herausgeber: Thieme
• Kategorie: Wissenschaft und neue Technologien
• Sprache: Deutsch

Seitenzahl: 209

Veröffentlichungsjahr: 2017

Beschreibung

Das bewährte Praktikumsbuch nimmt dich an die Hand und zeigt dir:

• den richtigen Umgang mit dem Lichtmikroskop
• Grundlagen der Elektronenmikroskopie
• wichtige Schnitt- und Färbetechniken
• Interpretation von Gewebeschnitten
• Zeichnen von Zellen und Geweben

aller üblicherweise im Kurs behandelten Themen.

Jeder einzelne Schritt vom Präparieren bis hin zum Zeichnen ist im Text anschaulich beschrieben und grafisch illustriert. Die brillanten Fotos verdeutlichen wichtige Bauprinzipien und illustrieren pflanzliche Strukturen, wie du sie noch nicht gesehen hast. Alle Informationen zu einem Thema sind auf inhaltlich abgeschlossenen Doppelseiten angeordnet – so musst du während des Mikroskopierens nicht umblättern.

Unverzichtbar für deinen Anfängerkurs – tauche ein in die faszinierende Welt der Botanik.

Leseprobe

Mikroskopisch-botanisches Praktikum

Gerhard Wanner

3. Auflage

800 Abbildungen

Vorwort

Warum schreibt man ein Praktikumsbuch?

Seit vielen Jahren unterrichte ich in an der LMU-München Studenten im „Mikroskopischen Anfängerpraktikum“. Anfängerkurse mit ihren hohen Studentenzahlen sind sehr betreuungsintensiv und die Studierenden in mehrfacher Weise unter Druck gesetzt:

Erster wissenschaftlicher Umgang mit dem Lichtmikroskop.

Erlernen verschiedener Schnitttechniken.

Anwendung von Färbetechniken.

Interpretation von Gewebeschnitten.

Zeichnen von Geweben und Zellen.

Erfahrenes Lehrpersonal steht für die großen Grundkurse leider meist nicht mehr in der benötigten Zahl zur Verfügung. Ein Anfänger, der noch mit Theorie und Praxis kämpft, wird deshalb schnell frustriert, wenn er nicht „das sieht, was er sehen soll“ und dann etwas „zeichnen muss, das er nicht sieht“. Ein Praktikumsbuch hat deshalb für den Anfänger einen besonderen Stellenwert.

Ein Student erwartet aber von einem Buch, das er ja im Praktikum verwendet, etwas anderes als von einem typischen Lehrbuch. Ich habe die Dinge berücksichtigt, die sich Studierende wünschen:

Freiraum für Ästhetik an jedem Kapitelanfang; der Studierende soll sich auf das Mikroskopieren freuen.

Das Buch bleibt offen auf dem Tisch liegen und die Schrift ist so groß, dass das Buch nicht ständig in die Hand genommen werden muss.

Ein botanischer Steckbrief vermittelt einen dauerhaften Bezug zu den Pflanzen und ihren wissenschaftlichen Namen.

Jede Präparation, einschließlich Färbung, ist schematisch bei allen Objekten dargestellt.

Der Text ist straff gehalten; alle für den Anfänger neuen Begriffe sind markiert und im Glossar kurz erläutert.

Auf jeder Doppelseite wird ein Themenpunkt behandelt; deshalb kein unnötiges Umblättern beim Mikroskopieren.

Die Anzahl der Abbildungen ist ungewöhnlich hoch, da man histologische und zytologische Informationen am besten mit Bildern vermittelt.

Die lichtmikroskopischen Aufnahmen stammen alle von Handschnitten, die nur mit den Hilfsmitteln angefertigt wurden, die in der Anleitung angegeben sind.

Alle lichtmikroskopischen Aufnahmen sind in Farbe. Ein Maßbalken mit Maßangabe ist in jedem Bild angegeben.

Wesentliche Zusatzinformationen zum Text finden sich in den Legenden.

Die Legenden sind direkt neben den jeweiligen Abbildungen platziert.

Zahlreiche schematische Darstellungen erleichtern das Verständnis der zytologischen Strukturen. Sie sind maßstabsgetreu und im richtigen Färbeverhalten wiedergegeben.

Steckbrief

Prof. Dr. Gerhard Wanner; Diplom-Biologe. Geboren in München.

Studium der Biologie an der Ludwig-Maximilians- Universität in München.

Promotion 1977 über „Physiologische und ultrastrukturelle Untersuchungen zum Fettaufbau und -abbau in Pilzen und höheren Pflanzen“.

1992 Habilitation und Etablierung hochauflösender, analytischer Rasterelektronenmikroskopie.

Forschungsschwerpunkt: Rasterelektronenmikroskopische Untersuchungen an Chromosomen (Kondensation, Dekondensation, Lokalisation von DNA, Proteinen und Genen).

Zwei Bücher in einem

Auch bei bestem Bemühen stößt der Studierende in einem mikroskopischen Anfängerpraktikum sehr schnell an Grenzen. Es ist schwer einen guten Handschnitt anzufertigen und ihn optimal zu färben. Feine histologische und zytologische Strukturen zu erkennen und zu interpretieren, ist mit einfachen Kursmikroskopen meist nur mit Erfahrung möglich. Ich habe deshalb in den letzten Jahren elektronenmikroskopische Aufnahmen von allen Kursobjekten angefertigt. Sie sollen das Verständnis für die dreidimensionalen Zusammenhänge erleichtern und die Informationen liefern, die im Lichtmikroskop nur schwer oder – aufgrund des geringen Auflösungsvermögens – gar nicht erhalten werden. Das Ergebnis: Der Studierende erhält außer einer Praktikumsanleitung eine anschauliche Einführung in die Zytologie der Pflanzen.

Empfohlene Literatur

Ein Praktikumsbuch ersetzt natürlich nicht ein allgemeines Lehrbuch bzw. eine Grundvorlesung der Botanik. Ich habe das „Mikroskopische Praktikum“ so konzipiert, dass es auf die Lehrinhalte des Lehrbuches „Allgemeine und molekulare Botanik“ von E. Weiler und L. Nover (ebenfalls Thieme Verlag) aufbaut. Deshalb konnte der Text straff gehalten werden, um den praktischen bzw. mikroskopischen Aspekten einen höheren Stellenwert zu verschaffen. Zum vertieften Studium der Pflanzenanatomie sei auf andere eingeführte Lehrbücher verwiesen.

Dankeschön

Zahlreichen Mitarbeitern und Kollegen, insbesondere Herrn Prof. Dr. Hans-Ulrich Koop und Herrn Prof. Dr. Hans-Jürgen Tillich, danke ich ganz herzlich für vielfältige Unterstützungen, Anregungen, konstruktive Kritiken und ständigen Ansporn.

Frau Silvia Dobler hat bei unzähligen elektronenmikroskopischen Präparationen stets das Unmögliche möglich gemacht.

Ganz besonderer Dank gebührt Frau Dr. Eva Facher, meiner langjährigen Mitarbeiterin, die mit beispiellosem Engagement mit mir zusammen alle Schnittpräparate angefertigt hat. Angefangen von den „Botanischen Steckbriefen“ bis zu endlosen Änderungen und Korrekturen war sie unermüdlich, bei stets bester Laune und mit unnachahmlichem Humor im Dauereinsatz. Ohne die hervorragende Unterstützung von Frau Dr. Facher wäre das Buch nicht in dieser Form möglich gewesen.

Aus der „Computerfeder“ von Frau Renate Reichinger-Bock stammen alle Illustrationen; sie hat sie maßstabsgetreu nach Mikrofotografien, Modellen oder Originalschnitten angefertigt. Ich bin ihr für das so hervorragend gelungene Ergebnis ganz besonders verbunden.

Aus dem ▶ Kapitel 1 (Das Lichtmikroskop) stammen zahlreiche Abbildungen und längere Textpassagen aus der Broschüre „Mikroskopie von Anfang an“ (Carl Zeiss, Oberkochen). Ich danke der Firma Carl Zeiss ganz besonders für die Genehmigung entsprechende Textteile und die hochwertigen Abbildungen übernehmen zu dürfen sowie für sehr hilfreiche Verbesserungsvorschläge. Herzlich danke ich meinem jahrelangen Münchner Ansprechpartner für alle Fragen zum Thema Lichtmikroskopie, Herrn Mario Schacht (Fa. Carl Zeiss).

Ich danke Frau Elizabeth Schröder-Reiter für das Portraitfoto, Frau Lilo Klingenberg für die Abbildung der Korkeiche, Herrn Franz Höck für die Fotografie der Wiesenblumen.

Ganz besonders herzlich bedanke ich mich bei Frau Maria Spanfelner für zahlreiche Verbesserungsvorschläge, Diskussionen, unermüdliche Korrekturen, unzählige kleine und große Hilfestellungen und stets liebevollste Betreuung.

Besonders möchte ich mich bei alle den Studenten und Kollegen bedanken, die mir in zahlreichen, herzlichen Briefen, Kommentaren und Emails die Resonanz gegeben haben, die man sich als Autor wünscht.

Ein ganz herzlicher Dank gilt dem Thieme Verlag, der die großzügige Gestaltung des Buches möglich gemacht hat und den Mitarbeitern, insbesondere Frau Marianne Mauch und Rosana Erhart, die mich über die Jahre ganz herzlich und hervorragend betreut haben.

Inhaltsverzeichnis

Vorwort

Zwei Bücher in einem

Empfohlene Literatur

Dankeschön

1 Das Lichtmikroskop

1.1 Auge – Lupe – Mikroskop

1.1.1 Auflösungsvermögen des Auges

1.1.2 Von der Lupe zum Mikroskop

1.2 Optik und Auflösung

1.2.1 Mikroskope vergrößern schrittweise

1.2.2 Die Auflösung bestimmt, was sichtbar wird

1.2.3 Alles geregelt: Der Weg der Lichtstrahlen – von der Leuchte bis zum Auge

1.3 Kontrastverfahren

1.3.1 Hellfeldmikroskopie (HF)

1.3.2 Dunkelfeldmikroskopie (DF)

1.3.3 Phasenkontrast (PH)

1.3.4 Differentialinterferenzkontrast (DIC)

1.3.5 Fluoreszenzmikroskopie (FL)

1.4 Einstellung des Lichtmikroskopes

1.4.1 Vorbereitung

1.4.2 Einstellung des Mikroskopes

2 Präparation und mikroskopische Praxis

2.1 Reagenzien und Zeichenmaterial

2.2 Schneiden: Grundlagen und Probleme

2.2.1 Warum ein dünner Schnitt?

2.2.2 Warum eine gute Schnittführung?

2.2.3 Orientierung der Schnitte

2.3 Färben: Grundlagen und Probleme

2.3.1 Warum färbt man?

2.3.2 Wann färbt man?

2.3.3 Wie färbt man?

2.4 Mikroskopieren: Grundlagen und Probleme

2.5 Die Übersichtszeichnung

2.5.1 Ziel

2.6 Die Detailzeichnung

2.6.1 Ziel

3 Elektronenmikroskopie

3.1 Transmissions- und Rasterelektronenmikroskop (TEM/REM)

3.1.1 Aufbau

3.1.2 Präparate für das TEM

3.1.3 Präparate für das REM

3.2 EM-Präparation

3.2.1 Fixierung (REM + TEM)

3.2.2 Entwässerung

3.2.3 Kritische Punkttrocknung (REM)

3.2.4 Einbettung (TEM)

3.2.5 Ultramikrotomie

3.2.6 Nachkontrastierung der Schnitte

3.3 Die Zelle im elektronenmikroskopischen Bild

3.4 Zellorganellen und Zellstrukturen – Steckbriefe

4 Die lebende Pflanzenzelle

4.1 Epidermiszellen

4.1.1 Kursziel

4.1.2 Präparation

4.1.3 Beobachtungen

4.2 Chloroplasten

4.2.1 Kursziel

4.2.2 Präparation

4.2.3 Beobachtungen

4.2.4 Stärkenachweis

4.3 Plasmaströmung

4.3.1 Kursziel

4.3.2 Präparation

4.3.3 Beobachtungen

4.3.4 Mechanismus

4.4 Plasmolyse

4.4.1 Kursziel

4.4.2 Präparation

4.4.3 Beobachtungen

4.4.4 Deplasmolyse

4.4.5 Zellschrumpfung

4.4.6 Die Hechtschen Fäden

4.4.7 Hypertonie und Konservierung

5 Das Hohlraum-System

5.1 Interzellularen

5.1.1 Kursziel

5.1.2 Präparation

5.1.3 Beobachtungen

5.2 Aerenchym

5.2.1 Kursziel

5.2.2 Präparation

5.2.3 Beobachtungen

6 Die Plastiden

6.1 Die verschiedenen Plastidentypen

6.2 Chromoplasten verschiedener Pflanzengewebe

6.2.1 Kursziel

6.2.2 Präparation

6.2.3 Beobachtungen

7 Reservestoffe

7.1 Plastidenstärke

7.1.1 Kursziel

7.1.2 Präparation

7.1.3 Beobachtungen

7.1.4 Stärkenachweis

7.2 Kartoffelstärke

7.2.1 Kursziel

7.2.2 Präparation

7.2.3 Beobachtungen

7.2.4 Stärkenachweis

7.3 Weizenstärke

7.3.1 Kursziel

7.3.2 Präparation

7.3.3 Beobachtungen

7.3.4 Stärkenachweis

7.3.5 Korrodierte Stärke

7.4 Haferstärke

7.4.1 Kursziel

7.4.2 Präparation

7.4.3 Beobachtungen

7.4.4 Stärkenachweis

7.5 Aleuronkörner

7.5.1 Kursziel

7.5.2 Präparation

7.5.3 Probleme

7.5.4 Beobachtungen

7.6 Speicherlipide

7.6.1 Kursziel

7.6.2 Präparation

7.6.3 Beobachtungen

7.7 Cellulosane

7.7.1 Kursziel

7.7.2 Präparation

7.7.3 Beobachtungen

8 Kristalle

8.1 Kristallidioblasten

8.1.1 Kursziel

8.1.2 Präparation

8.1.3 Beobachtungen

8.2 Kristallformen

9 Exkretbehälter

9.1 Lysigene Ölbehälter

9.1.1 Kursziel

9.1.2 Präparation

9.1.3 Beobachtungen

9.2 Ungegliederte Milchröhren

9.2.1 Kursziel

9.2.2 Präparation

9.2.3 Färbung und Stärkenachweis

9.2.4 Beobachtungen

10 Die Zellwand

10.1 Bau der Zellwand

10.1.1 Kursziel

10.1.2 Präparation

10.1.3 Beobachtungen

10.2 Eckenkollenchym

10.2.1 Kursziel

10.2.2 Präparation

10.2.3 Beobachtungen

10.3 Plattenkollenchym

10.3.1 Kursziel

10.3.2 Präparation

10.3.3 Beobachtungen

10.4 Sklerenchym

10.4.1 Kursziel

10.4.2 Präparation

10.4.3 Beobachtungen

10.5 Steinzellen

10.5.1 Kursziel

10.5.2 Präparation

10.5.3 Beobachtungen

11 Epidermis und Cuticula

11.1 Cuticula und Cuticularschicht

11.1.1 Kursziel

11.1.2 Präparation

11.1.3 Färbungen

11.1.4 Beobachtungen

11.2 Papillen

11.2.1 Kursziel

11.2.2 Präparation

11.2.3 Beobachtungen

11.3 Drüsenhaare

11.3.1 Kursziel

11.3.2 Präparation

11.3.3 Beobachtungen

11.4 Brennhaare

11.4.1 Kursziel

11.4.2 Präparation

11.4.3 Beobachtungen

11.4.4 Haarformen

12 Das Blatt

12.1 Bifaziales Laubblatt

12.1.1 Kursziel

12.1.2 Präparation

12.1.3 Beobachtungen

12.2 Spaltöffnungsapparat

12.2.1 Präparation

12.3 Spaltöffnungsapparat

12.3.1 Kursziel

12.3.2 Präparation

12.3.3 Beobachtungen

12.4 Nadelblatt

12.4.1 Kursziel

12.4.2 Präparation

12.4.3 Beobachtungen

12.5 Äquifaziales Blatt

12.5.1 Kursziel

12.5.2 Präparation

12.5.3 Beobachtungen

12.6 Unifaziales Blatt

12.6.1 Kursziel

12.6.2 Präparation

12.6.3 Beobachtungen

13 Die Sprossachse

13.1 Geschlossen kollaterales Leitbündel

13.1.1 Kursziel

13.1.2 Präparation

13.1.3 Beobachtungen

13.2 Offen kollaterales Leitbündel

13.2.1 Kursziel

13.2.2 Präparation

13.2.3 Beobachtungen

13.3 Offen bikollaterales Leitbündel

13.3.1 Kursziel

13.3.2 Präparation

13.3.3 Beobachtungen

13.4 Konzentrisches Leitbündel mit Innenxylem

13.4.1 Kursziel

13.4.2 Präparation

13.4.3 Beobachtungen

13.5 Konzentrisches Leitbündel mit Außenxylem

13.5.1 Kursziel

13.5.2 Präparation

13.5.3 Beobachtungen

14 Holz und Bast

14.1 Sekundäres Dickenwachstum

14.1.1 Kursziel

14.1.2 Präparation

14.1.3 Beobachtungen

14.2 Holz (Waldkiefer)

14.2.1 Kursziel

14.2.2 Präparation

14.2.3 Beobachtungen Querschnitt

14.2.4 Radialschnitt

14.2.5 Tangentialschnitt

14.3 Holz (Birke)

14.3.1 Kursziel

14.3.2 Präparation

14.3.3 Beobachtungen Querschnitt

14.3.4 Radialschnitt

14.3.5 Tangentialschnitt

14.3.6 Tüpfel

14.4 Hart- und Weichbast

14.4.1 Kursziel

14.4.2 Präparation

14.4.3 Beobachtungen

14.5 Thyllen

14.5.1 Kursziel

14.5.2 Präparation

14.5.3 Beobachtungen

15 Das Periderm

15.1 Peridermbildung

15.1.1 Kursziel

15.1.2 Präparation

15.1.3 Beobachtungen

15.1.4 Lenticellen

15.2 Flaschenkork

15.2.1 Kursziel

15.2.2 Präparation

15.2.3 Beobachtungen

16 Die Wurzel

16.1 Wurzelhaare

16.1.1 Kursziel

16.1.2 Präparation

16.1.3 Beobachtungen

16.2 Primäre Endodermis

16.2.1 Kursziel

16.2.2 Präparation

16.2.3 Beobachtungen

16.3 Tertiäre Endodermis

16.3.1 Kursziel

16.3.2 Präparation

16.3.3 Beobachtungen

16.4 Sekundäres Dickenwachstum der Wurzel

16.4.1 Kursziel

16.4.2 Präparation

16.4.3 Beobachtungen

16.4.4 Seitenwurzeln

17 Die Zellteilung

17.1 Mitose

17.1.1 Kursziel

17.1.2 Präparation

17.1.3 Beobachtungen

18 Glossar

Anschriften

Sachverzeichnis

Impressum

1Das Lichtmikroskop

1.1 Auge – Lupe – Mikroskop

Unser Auge ist selbst ein „optischer Apparat“ (▶ Abb. 1.1). Allem Fortschritt zum Trotz ist das Auge als Sehorgan – verbunden mit dem gleich dahinterliegenden Gehirn – die leistungsfähigste Bildverarbeitung, die es heute gibt.

Abb. 1.1 Licht, das durch die Hornhaut (Cornea, 1) dringt, wird durch eine Linse (2) gebündelt und entwirft ein optisches Bild auf der Netzhaut (Retina, 3). Die einfallende Helligkeit wird über den veränderlichen Durchmesser der Iris (4) geregelt. Für eine scharfe Abbildung sorgt die flexible Linse, deren Brennweite durch Muskeln so angepasst wird, dass auf jedes Objekt zwischen 25 cm (= Bezugssehweite) und unendlich fokussiert werden kann. Das Bild selbst wird auf der Netzhaut von Rezeptoren (ca. 130 Millionen Stäbchen zur Erkennung von Graustufen und 7 Millionen Zapfen zur Farberkennung) erfasst, in elektrische Impulse umgewandelt und über den Sehnerv (5) zum Gehirn weitergeleitet.

1.1.1 Auflösungsvermögen des Auges

Das Auge hat ein Auflösungsvermögen von ca. 50–100 um. Zum Größenvergleich: ein menschliches Haar hat eine Dicke von 50– 100 um. Ein Blatt Schreibpapier ist ca. 100 um dick. Ein Pantoffeltierchen (Paramecium bursaria) ist ca. 100 µm lang. Eines der größten Pollenkörner, der Kürbispollen (Cucurbita pepo), hat einen Durchmesser von ca. 200 um. Die Pollenkörner des Vergissmeinnichts (Myosotis palustris) sind mit ca. 4 µm extrem klein (▶ Abb. 1.2).

Abb. 1.2 Größenvergleich von A Bakterien auf einer Nadelspitze, B Kopfhaar, C Schreibpapier, D Kürbispollenkorn mit Pollenkörnern des Vergissmeinnichts (Pfeile).

1.1.2 Von der Lupe zum Mikroskop

Limitierend für die Auflösung des Auges ist – abgesehen von den anatomischen Gegebenheiten – der Sehwinkel; er beträgt ca. 30° (▶ Abb. 1.3 – ▶ Abb. 1.7). Bringt man eine Sammellinse zwischen Auge und Objekt, so wird dieser Winkel vergrößert und wir sehen die Objekte ebenfalls größer: Eine Lupe 5 × macht uns jetzt Details von 10–20 um sichtbar. Das vergrößerte Bild bleibt dabei aufrecht (▶ Abb. 1.5)! Große Linsen lassen sich aber nur bis zu ca. 5-facher Vergrößerung herstellen. Legt man 2 Linsen aufeinander, so addieren sich im Wesentlichen die Vergrößerungen (▶ Abb. 1.6). Ein „Wunder“ passiert, wenn man 2 Linsen in einen passenden Abstand bringt: Die Vergrößerungen multiplizieren sich, und das Bild steht „auf dem Kopf“ (▶ Abb. 1.7). Wir haben jetzt ein einfaches, zusammengesetztes Mikroskop mit Objektiv und Okular vor uns.

Abb. 1.3Der Sehwinkel des Auges von 30° zeigt uns ein Foto von Ernst Abbe und die Landshuter Martinskirche in gleicher Größe auf der Netzhaut.

Abb. 1.4 Kleinbilddia 24 × 36 mm.

Abb. 1.5 Ein Dia wird nacheinander mit zwei verschiedenen Linsen (A oder B) betrachtet. Die Vergrößerungen sind unterschiedlich, die Bilder stehen aufrecht.

Abb. 1.6 Ein Dia wird mit zwei aufeinanderliegenden Linsen (A + B) betrachtet. Die Vergrößerungen addieren sich, das Bild steht aufrecht.

Abb. 1.7 Ein Dia wird mit zwei voneinander entfernten Linsen (A + B) betrachtet. Die Vergrößerungen multiplizieren sich, das Bild steht „auf dem Kopf“.

1.2 Optik und Auflösung

1.2.1 Mikroskope vergrößern schrittweise

Das Okular dient wiederum als Betrachtungslupe, um dieses kleine Zwischenbild dem Auge noch stärker vergrößert erscheinen zu lassen.

1.2.2 Die Auflösung bestimmt, was sichtbar wird

Weißes Licht besteht aus elektromagnetischen Wellen, deren Periodenlängen 400 bis 700 nm betragen. Licht von grüner Farbe hat eine Wellenlänge von 550 nm.

Beobachtet man im Mikroskop kleine Objekte, so wird das einfallende Licht von solchen Objekten aus der ursprünglichen Richtung abgelenkt (gebeugt). Diese Ablenkung wird immer stärker, je kleiner die Strukturen werden. Um von kleinen Strukturen scharfe Bilder zu bekommen, muss das Objektiv möglichst viel von diesem gebeugten Licht „einsammeln“. Dies geht dann besonders gut, wenn das Objektiv einen großen Raumwinkel erfasst. Der Begriff Apertur („Öffnung“) beschreibt diese Eigenschaft. Der fundamentale Zusammenhang zwischen Auflösung, Wellenlänge und Öffnungswinkel wurde in bahnbrechenden Arbeiten von Ernst Abbe erstmals beschrieben (▶ Abb. 1.8).

Abb. 1.8 Ernst Abbe (1840-1905) mit seiner Originalformel für das theoretisch mögliche Auflösungsvermögen des Lichtmikroskopes von 1872. Er konstruierte erstmals für Carl Zeiss Lichtmikroskope nach fundierten theoretischen Berechnungen.

Die „numerische Apertur“ ist ein Maß für den Raumwinkel, den ein Objektiv überblickt (▶ Abb. 1.9). Diese Formel gilt, wenn sich Luft (Brechungsindex n ˜ 1) zwischen Objektiv und Objekt befindet.

Abb. 1.9 Von kleinen Objekten (1) wird im Mikroskop das einfallende Licht (2) aus der ursprünglichen Richtung abgelenkt (gebeugt). Das Objektiv (3) im Mikroskop muss möglichst viel von diesem gebeugten Licht „einsammeln“. Der Begriff Apertur („Öffnung“) beschreibt diese Eigenschaft. Der Kondensor (4) erhöht das optische Auflösungsvermögen. Seine numerische Apertur entspricht der des Objektivs. Dadurch wird der Öffnungswinkel verdoppelt (2 a).

Für eine optimale Beleuchtung des Präparats wird ein Kondensor eingesetzt, dessen numerische Apertur der des Objektivs entspricht (▶ Abb. 1.9). Dadurch wird der wirksame Öffnungswinkel verdoppelt. So können vom Objektiv noch stärker gebeugte Lichtstrahlen eingefangen werden. Diese stärker abgelenkten Strahlen stammen von noch feineren Strukturen.

Eine weitere Möglichkeit den Öffnungswinkel zu vergrößern, ist zwischen der Frontlinse des Objektivs und dem Deckglas Immersionsflüssigkeiten einzubringen (▶ Abb. 1.10).

Abb. 1.10 Schematische Darstellung des Strahlenganges mit und ohne Immersionsöl (1) zwischen Deckglas (2) und Objektiv (3). Die nutzbare Apertur des Objektivs ist ohne Immersionsöl durch Reflexionen zwischen Deckglas und Luftschicht verringert, das Auflösungsvermögen dadurch vermindert.

Okulare sind die Lupen, mit denen das mikroskopische Zwischenbild betrachtet wird (▶ Abb. 1.11). Dieses wurde von Objektiv und Tubuslinse erzeugt und hat einen nutzbaren „Sehfeld“-Durchmesser von 18 bis zu 32 mm. Okulare sind keine einfachen Linsen, sondern ebenfalls korrigierte Optiken, die aus mehreren Linsen bestehen.

„Viel hilft viel“ – dieser Satz gilt nicht für die Wahl der nützlichen, auch „förderlich“ genannten Vergrößerung. Gemeint ist damit, dass man die Gesamtvergrößerung eines Mikroskops nicht dadurch zu steigern versuchen sollte, indem man stark nachvergrößernde Okulare (z. B. 16 ×) oder andere „optische Nachbrenner“ einsetzt, wenn das Objektiv bei kleiner numerischer Apertur nicht genügend Bildpunkte liefert. Umgekehrt gehen Feinheiten verloren, wenn ein Objektiv (z. B. Planapochromat 10 ×) ganz kleine Details im Zwischenbild bringt, aber ein Okular mit geringer Vergrößerung benutzt wird.

Die Gesamtvergrößerung eines Mikroskops soll höher als das 500-fache, aber kleiner als das 1000-fache der jeweiligen Objektivapertur sein. Dann ist man im Bereich der förderlichen Vergrößerung.

1.2.3 Alles geregelt: Der Weg der Lichtstrahlen – von der Leuchte bis zum Auge

Bei der Konstruktion eines Mikroskops wird darauf geachtet, dass die Lichtstrahlen sauber durch das Instrument geführt werden. Nur so ist es möglich, auch mit Leuchten geringer Wattzahl, ein helles Bild zu erzeugen.

Ein wichtiger Grund für die Existenz von Blenden und Filtern am Mikroskop ist, dass nach jedem Objektivwechsel eigentlich die Beleuchtung neu eingestellt werden müsste. Dies hat zwei Ursachen: Einmal verändert sich beim Objektivwechsel die Größe des Präparatausschnittes, der gerade beobachtet wird. Bei einem Objektiv mit niedriger Maßstabszahl, z.B. 4, ist das beobachtete Feld groß (ca. 5 mm im Durchmesser). Schaltet man nun zum Objektiv 40 × um, so schrumpft der Durchmesser des eingesehenen Feldes im Präparat um den Faktor zehn (auf nur noch 0,5 mm); die beobachtete Fläche wird damit hundertmal kleiner. Der andere Grund ist, dass sich die numerische Apertur von 0,12 auf 0,65 erhöht. In Öffnungswinkeln ausgedrückt: von 15° auf 80°.

Die Regeln nach Köhler (▶ Abb. 1.12) verlangen, dass immer nur das beobachtete Feld im Präparat beleuchtet wird und nicht mehr, weil „überflüssiges“ Licht als störendes Streulicht wirken kann. Gleichzeitig sollte aber stets der Lichtkegel der Beleuchtung dem Öffnungskegel des Objektivs angepasst sein, damit die numerische Apertur der Optik genutzt wird. Nur so erreicht das Auflösungsvermögen sein Optimum.

Abb. 1.12 Prof. August Köhler (1866–1948) veröffentlichte schon 1893 Regeln für die richtige Beleuchtung mikroskopischer Präparate. Er entwickelte eine ausgeklügelte Beleuchtung, die es ermöglichte, das volle Auflösungsvermögen der Abbe'schen Objektive in der Praxis zu nutzen.

Die Hilfsmittel, mit denen all dies erreicht wird, sind der Kondensor, der auch die Aperturblende enthält, und die Leuchtfeldblende, die sich normalerweise im Stativfuß befindet. Die Leuchtfeldblende wird mit Hilfe des Kondensors in das Präparat abgebildet. Sie bestimmt, welcher Teil des Präparats beleuchtet wird. Die Aperturblende hingegen wird in die „Pupille“ des Objektivs abgebildet und regelt die Ausleuchtung dieser Pupille. Die gesamte Optik ist so berechnet, dass mit der Aperturblende auch die Öffnungswinkel der Lichtkegel richtig eingestellt werden.

Fast die ganze Kunst des Mikroskopierens besteht im richtigen Gebrauch der Leuchtfeld- und Aperturblenden!

Der Kondensor – der den beleuchtenden Lichtstrahl in das Präparat hinein „verdichtet“ – spielt eine große Rolle in der Mikroskopie. Er ist so wichtig wie Objektive und Okulare. Mit Hilfe des Kondensors wird das Präparat „ins rechte Licht gerückt“.

1.3 Kontrastverfahren

1.3.1 Hellfeldmikroskopie (HF)

Die klassische Hellfeldmikroskopie ist für alle Amplitudenobjekte geeignet, d.h. für Objekte, die Licht absorbieren. Das menschliche Auge benötigt bei hellem Hintergrund örtliche Intensitätsschwankungen von 10–20 %, um Objekte zu erkennen. In der Praxis hat man häufig „farblose“ Präparate, die sich nicht leicht im Hellfeld mikroskopieren lassen; deshalb werden Gewebeschnitte meist gefärbt. Ungefärbte Lebendpräparate wie Bakterien oder Zellkulturen absorbieren kaum Licht und sind daher schlecht oder gar nicht zu erkennen (▶ Abb. 1.13). Die nachfolgend dargestellten Kontrastierungsmethoden sind Möglichkeiten, mit denen optische Effekte im Präparat in (für das Auge erkennbare) Intensitätsveränderungen übersetzt werden.

Abb. 1.13 Lichtmikroskopische Aufnahmen einer Wasserprobe mit einer fädigen Grünalge und Pilzhyphen im Hellfeld (HF), Dunkelfeld (DF), Phasenkontrast (PH) und Interferenzkontrast (DIC). Im Hellfeld sind die Pilzhyphen fast unsichtbar. Im Dunkelfeld treten auch kleinste, farblose Partikel gut hervor. Die Darstellung der Pilzhyphen ist im Phasenkontrast besonders gut. Der dicke Algenfaden wird am besten im Interferenzkontrast abgebildet.

1.3.2 Dunkelfeldmikroskopie (DF)

Feine, helle Strukturen können bei schräger Beleuchtung und vor dunklem Hintergrund besser betrachtet werden: sie „leuchten auf“. Im Mikroskop wird ein dunkler Hintergrund durch eine Ringblende im Kondensor geschaffen. Die Kondensoroptik beleuchtet dann das Präparat mit einem Hohlkegel von Lichtstrahlen. Das Licht trifft nicht auf das Objektiv, sondern geht seitlich vorbei. Befinden sich kleine Partikel wie Bakterien in der Objektebene, so wird das Licht gestreut und vom Objektiv nun eingefangen. Das Objekt wird hell leuchtend vor dunklem Hintergrund sichtbar (▶ Abb. 1.13).

1.3.3 Phasenkontrast (PH)

Der Phasenkontrast ist für sehr dünne (wenige µm), ungefärbte Objekte ideal. Verschiedene biologische Zellstrukturen haben meist auch unterschiedliche Brechungsindices, die die Lichtphase unterschiedlich verschieben. Unser Auge kann diese Phasenverschiebungen nicht erkennen. Die Anordnung einer Ringblende anstelle der Aperturiris im Kondensor, sowie eines Phasenkontrastobjektives mit „Phasenring“, führt zur Umsetzung des Phasen-Gangunterschiedes in eine Amplitudendifferenz. Die Phasenunterschiede werden jetzt als Kontrastunterschiede sichtbar (Prinzip der Addition bzw. Subtraktion von Wellen) (▶ Abb. 1.13 – ▶ Abb. 1.15). Bei dicken Präparaten ist diese Methode aufgrund der zu großen und wechselnden Phasenunterschiede ungeeignet.

1.3.4 Differentialinterferenzkontrast (DIC)

Der Differentialinterferenzkontrast baut auf dem physikalischen Prinzip des „Polarisationskontrastes“ auf. Es wird ein doppelbrechendes Prisma in den Kondensor eingesetzt, das den polarisierten Lichtstrahl auf dem „Hinweg“ in zwei Teilstrahlen aufspaltet. Sie gehen seitlich gegeneinander versetzt durch die Probe. Zeigt das Präparat keine Brechzahlenunterschiede, passiert nichts. Gehen die zwei Teilstrahlen jedoch durch Präparatstrukturen mit unterschiedlichen Brechzahlen, so wird der eine der beiden Teilstrahlen in Präparatstrukturen mit der höheren Brechzahl stärker abgebremst als in den anderen und erhält dadurch einen Gangunterschied. Nachdem die Teilstrahlen über ein zweites Prisma hinter dem

Objektiv (= DIC-Prisma) und dem Analysator zurückgelaufen sind, haben sie wieder – bedingt durch den Analysator – die gleiche Schwingungsrichtung und können deshalb im Zwischenbild miteinander interferieren. Die an der Oberfläche erfahrenen Gangunterschiede setzen sich nun in Grauwerte um, die das Auge erkennen kann: kleinste Stufen werden als „Pseudoreliefs" abgebildet (▶ Abb. 1.13 – ▶ Abb. 1.14). Im Allgemeinen erzielt man mit Interferenzkontrast eine Auflösungssteigerung.

1.3.5 Fluoreszenzmikroskopie (FL)

Einige Stoffe können bei „Anregung“ mit Licht einer bestimmten Wellenlänge (z. B. UV) charakteristisches (immer längerwelliges!) Fluoreszenzlicht emittieren. Von einer starken zweiten Lichtquelle gelangt das Licht über ein Anregungsfilter durch das Objektiv auf das Präparat. Das entstehende Fluoreszenzlicht wird vom Objektiv gesammelt und – weil es größere Wellenlängen als das Anregungslicht aufweist – vom (dichromatischen) Strahlenteiler durchgelassen. Tubuslinse und Okular erzeugen wie gewohnt das mikroskopische Bild, das jetzt nur noch aus Fluoreszenzlicht besteht (▶ Abb. 1.16).

Abb. 1.14 Aufnahmen einer lebenden Kieselalge im Hellfeld (HF), Phasenkontrast (PH) und Interferenzkontrast (DIC). Die Alge ist zu dick für den Phasenkontrast. Die Darstellung ist nur im Interferenzkontrast sehr gut.

Abb. 1.15 Aufnahmen eines Sprossquerschnittes der Kiefer (Pinus nigra; Färbung mit Astrablau + Safranin) im Hellfeld (HF), Phasenkontrast (PH) und Interferenzkontrast (DIC). Der Schnitt ist zu dick für den Phasenkontrast und aufgrund der parakristallinen Zellwand weniger geeignet für den Interferenzkontrast. Die Darstellung ist nur im Hellfeld sehr gut.

Abb. 1.16 Aufnahmen eines fädigen Cyanobacteriums im Interferenzkontrast (DIC) und in Auflichtfluoreszenz (FL). Die chlorophyllreichen Zellen zeigen eine starke rote Eigenfluoreszenz. Die terminalen Heterocysten fluoreszieren bläulich.

1.4 Einstellung des Lichtmikroskopes

1.4.1 Vorbereitung

Das Mikroskop ist vollständig zusammengebaut. Der Kondensor steht, falls er einen Kontrastrevolver besitzt, auf Stellung „HF“ für Hellfeld.

Zum Einstellen brauchen Sie ein Präparat. Sehr geeignet sind dünne, angefärbte Schnitte (Pflanzenstängel).

Zum Einstellen verwenden Sie das Objektiv 10 ×.

1.4.2 Einstellung des Mikroskopes

Schalten Sie die Lichtquelle ein und prüfen Sie, ob Licht sichtbar wird (▶ Abb. 1.17).

Öffnen Sie die Leuchtfeldblende bis zum Anschlag: Der Lichtfleck hat nun den größtmöglichen Durchmesser (▶ Abb. 1.18).

Wenn Sie einen Kondensor mit schwenkbarer Frontlinse verwenden, muss diese bis zum Anschlag in den Strahlengang gebracht werden.

Stellen Sie die Höhe des Kondensors so ein, dass seine Frontlinse von unten etwa 1–3 mm vom Präparat entfernt ist. Berühren Sie dabei das Präparat nicht mit der Frontlinse.