Taschenlehrbuch Humangenetik E-Book

• Herausgeber: Thieme
• Kategorie: Fachliteratur
• Sprache: Deutsch

Seitenzahl: 655

Veröffentlichungsjahr: 2017

Beschreibung

Ist die Krankheit erblich? Welchem Erbgang folgt sie? In kaum einer anderen Disziplin ist der Entstehungsmechanismus einer Erkrankung für die Betroffenen so wichtig wie in der Humangenetik. In diesem Taschenlehrbuch findest du Antworten auf solche Fragen. - Komplett: Das Buch enthält das gesamte Prüfungswissen im handlichen Taschenbuchformat. Die Schnelllese-Schiene unterstützt dich beim Wiederholen der Inhalte. - Mit starkem Klinikbezug: Die Krankheitsbilder werden zum besseren Verständnis direkt mit den theoretischen Grundlagen beschrieben und sind im Layout hervorgehoben. - Praxisrelevant: Alle wichtigen gentechnischen Methoden sind beschrieben. - Langfristig nützlich: Informationen, die über die reinen Prüfungsinhalte hinausgehen, machen das Buch zu einem ergänzenden Nachschlagewerk für klinische Fächer, z.B. für die Innere Medizin oder die Pädiatrie. Jederzeit zugreifen: Der Inhalt des Buches steht dir ohne weitere Kosten digital in der Wissensplattform eRef zur Verfügung (Zugangscode im Buch). Mit der kostenlosen eRef App hast du zahlreiche Inhalte auch offline immer griffbereit.

Leseprobe

Taschenlehrbuch Humangenetik

Tiemo Grimm, Elke Holinski-Feder, Jan Murken, Klaus Zerres

Angela Abicht, Oliver Brüstle, Frank Edenhofer, Jörg Epplen, Holger Höhn, Franz Kainer, Thomas Meitinger, Gerd Poeggel, Christof Schaefer, Albert Schinzel, Christine Scholz, Michael Speicher, Stefanie Terstegge, Gerd Utermann, Peter Wieacker

9. teilaktualisierte Auflage

275 Abbildungen

Vorwort zur 9. Auflage

Das nunmehr in der 9. Auflage vorgelegte Taschenlehrbuch Humangenetik gibt einen Überblick über das gesamte Gebiet der Genetik in der Medizin. Es hat, wie seit seinem ersten Erscheinen vor 42 Jahren, das Ziel, den Studierenden das prüfungsrelevante Fachwissen der Humangenetik zu vermitteln, das sie später als Ärzte beziehungsweise Fachhumangenetiker benötigen werden.

Darüber hinaus soll das Lehrbuch auch für den Arbeitsalltag in der Humangenetik eine praktische Hilfe bei der genetischen Beratung und Diagnostik sein.

Namhafte Humangenetiker aus Deutschland, Österreich und der Schweiz haben für dieses Lehrbuch ihre Erfahrungen aus der Lehre, aus der humangenetischen Beratung, aus der Betreuung Betroffener und aus der wissenschaftlichen Forschung zusammengetragen. Die neue Auflage wurde sorgfältig durchgesehen, die Methoden der technischen Analysen in der Molekulargenetik wurden aktualisiert.

In seinen ersten fünf Auflagen wurde das Buch gemeinsam mit Hartwig Cleve, München, herausgegeben. Mit seinem Tod 1994 hat die Humangenetik in Deutschland einen ihrer markantesten Vertreter verloren. Unser Buch hat ihm in den 20 Jahren, in denen wir es gemeinsam gestaltet haben, immer besonders am Herzen gelegen. Wir wollen es in seinem Sinne weiterführen.

Dem Georg Thieme Verlag danken wir für die sorgfältige Betreuung des Lehrbuchs: Der Programmplanerin Dipl.-Biol. Marianne Mauch für vielfältige Anregungen und ihren Einsatz für das Buch, Grafikerin Frau Karin Baum für die Zeichnungen, Sabine Vogt, in deren Händen die Herstellung lag, und nicht zuletzt Tamara Werner, die die Entstehung des Lehrbuchs als Fachredakteurin mit Umsicht und Geduld begleitet hat.

München, Würzburg und Aachen, im April 2017

Jan Murken Tiemo Grimm Elke Holinski-Feder Klaus Zerres

Inhaltsverzeichnis

Vorwort zur 9. Auflage

1 Grundlagen der Genetik

1.1 Aufbau des Genoms und Weitergabe der genetischen Information

1.1.1 Aufbau des Genoms

1.1.2 DNA als Träger der genetischen Information

1.1.3 Das menschliche Genom

1.1.4 Replikation

1.2 Von der DNA zum Protein

1.2.1 Transkription

1.2.2 RNA-Stabilität

1.2.3 Mikro-RNAs (miRNA)

1.2.4 Translation

1.2.5 Lebensdauer von Proteinen

1.3 Epigenetik

1.3.1 Genregulation als Schlüssel für das Verständnis differenzierter Entwicklung

1.3.2 Genomisches Imprinting

1.3.3 Bedeutung epigenetischer Mechanismen für die Krankheitsentstehung

1.3.4 Bedeutung und Ausblick

1.4 Mutationen beim Menschen und ihre Folgen

1.4.1 Klassifikationen von Mutationen

1.4.2 Arten von Genmutationen

1.4.3 Mutationen und deren Verteilung im Körper

1.4.4 Ursachen von Mutationen

1.4.5 Häufigkeit der einzelnen Mutationen

1.4.6 Genotyp-Phänotyp-Korrelation

1.5 DNA-Reparaturmechanismen

1.5.1 Ursachen von DNA-Schäden

1.5.2 Schadenserkennung und Vorbereitung der DNA-Reparatur

1.5.3 Chromatin-Modifikation als Voraussetzung für DNA-Reparatur

1.5.4 DNA-Reparatur in Säugerzellen

1.5.5 Beispiele für klinische Auswirkungen von Defekten der DNA-Reparatur

1.6 DNA-Untersuchung – Diagnostische Anwendung beim Menschen

1.6.1 Grundlegende Verfahren zur Analyse genomischer DNA DNA-Isolierung

1.6.2 Verfahren zum Nachweis unbekannter Mutationen

1.6.3 Verfahren zum Nachweis bekannter Mutationen

1.6.4 Verfahren zum Nachweis genomischer Deletionen und Duplikationen

2 Zytogenetik

2.1 Chromosomen des Menschen

2.1.1 Chromosomenevolution

2.1.2 Chromosomenstruktur und Funktion

2.1.3 Chromosomendarstellung und -identifizierung

2.1.4 Chromosomen während der Zellzyklusphasen

2.1.5 Geschlechtschromosomen

2.1.6 Zukünftige Entwicklungen der Chromosomenanalyse

2.1.7 Zytogenetische Nomenklatur

2.2 Chromosomenaberrationen

2.2.1 Ursachen von Chromosomenaberrationen

2.2.2 Arten von Chromosomenaberrationen

2.2.3 Marker-Chromosomen

2.2.4 Chromosomenpolymorphismen und Formunterschiede

2.3 Klinische Beispiele von Chromosomenaberrationen

2.3.1 Allgemeine Beobachtungen

2.3.2 Fehlverteilung von Autosomen und deren klinische Bilder

2.3.3 Fehlverteilungen der Geschlechtschromosomen und deren klinische Bilder

2.3.4 Strukturelle Autosomenaberrationen

2.3.5 Autosomale Mikrodeletionssyndrome

2.3.6 Chromosomenaberrationen bei Spontanaborten

2.3.7 Pränatale Ultraschallbefunde

3 Formale Genetik

3.1 Stammbaumnomenklatur

3.2 Mendel-Erbgänge

3.2.1 Begrifflichkeiten

3.2.2 Kodominante und intermediäre Vererbung

3.2.3 Autosomal dominanter Erbgang

3.2.4 Autosomal rezessiver Erbgang

3.2.5 X-chromosomale Vererbung

3.2.6 Y-chromosomale Vererbung

3.2.7 Genetische Heterogenität

3.2.8 Mutationsheterogenität

3.2.9 Abweichungen von den Mendel-Regeln

3.3 Klinische Beispiele für monogene Erkrankungen

3.3.1 Autosomal dominante Krankheiten

3.3.2 Autosomal rezessive Krankheiten

3.3.3 X-chromosomal rezessive Krankheiten

3.3.4 X-chromosomal dominante Krankheiten

3.4 Mitochondriale Vererbung

3.4.1 Mitochondriales Genom

3.4.2 Mitochondriale Erkrankungen

3.5 Multifaktorielle Merkmale und Erkrankungen

3.5.1 Einleitung und Definition

3.5.2 Modifier-Gene, digene Vererbung und maternale Faktoren

3.5.3 Resistenzgene und Suszeptibilitätsgene für Infektionskrankheiten

3.5.4 Genetische Tests bei komplexen Erkrankungen

3.5.5 Beispiele für komplexe Erkrankungen

4 Statistische Genetik

4.1 Populationsgenetik

4.1.1 Population

4.1.2 Genfrequenzen

4.1.3 Hardy-Weinberg-Gleichgewicht

4.1.4 Genetische Polymorphismen

4.1.5 Segregationsanalysen

4.2 Kopplungsanalyse und Genkartierung

4.2.1 Begriffserklärung Haplotyp

4.2.2 Kopplungsanalyse und Genkartierung bei monogenen Erkrankungen

4.3 Statistische Analysen bei multifaktoriellen Merkmalen und komplexen Erkrankungen

4.3.1 Nachweis der Beteiligung genetischer Faktoren an multifaktoriellen Merkmalen und komplexen Erkrankungen

4.3.2 Auffinden von chromosomalen Regionen und Nachweis pathogenetischer Genvarianten bei komplexen Erkrankungen

4.4 Spezielle Risikoberechnung

4.4.1 Das Bayes-Theorem

4.5 Genetischer Abstammungs- und Identifikationsnachweis

4.5.1 Nachweismethoden

4.5.2 Analyse von Merkmalen

4.5.3 Analyse von DNA-Polymorphismen

4.5.4 Vaterschaftsausschluss und Vaterschaftswahrscheinlichkeit

4.5.5 Identitätsnachweis in der Kriminalistik

5 Klinische Genetik

5.1 Aufgaben und Ziele der klinischen Genetik

5.2 Humangenetische Beratung

5.2.1 Definition humangenetischer Beratung

5.2.2 Anlässe für eine humangenetische Beratung

5.2.3 Ablauf der humangenetischen Beratung

5.2.4 Psychologische Aspekte genetischer Beratung

5.2.5 Bedeutung der humangenetischen Beratung für pränatale, Heterozygoten- und prädiktive Diagnostik

5.2.6 Professionelle Voraussetzungen für die Durchführung humangenetischer Beratung

5.3 Pränatale Diagnostik

5.3.1 Indikationen zur pränatalen Diagnostik

5.3.2 Pränatale Diagnostikverfahren

5.3.3 Konfliktsituationen der Ratsuchenden

5.3.4 Beratung, Aufklärung und Nachsorge

5.4 Genetische Ursachen des unerfüllten Kinderwunsches

5.4.1 Genetische Ursachen der männlichen Infertilität

5.4.2 Genetische Ursachen der weiblichen Infertilität

5.4.3 Genetische Risiken der assistierten Reproduktion

5.4.4 Genetische Ursachen von Aborten

5.5 Teratogene Faktoren

5.5.1 Physikalische Faktoren

5.5.2 Chemische Faktoren

5.5.3 Pränatale Infektionen

5.5.4 Mütterliche Erkrankungen

5.6 Dysmorphologie

5.6.1 Einteilung der Einzeldefekte

5.6.2 Einteilung der multiplen Defekte

5.6.3 Kongenitale Störungen der menschlichen Entwicklung und der Geschlechtsdifferenzierung

5.7 Störungen der Geschlechtsentwicklung

5.7.1 Geschlechtsbestimmung und Geschlechtsdifferenzierung

5.7.2 Bedeutung von Chromosomenaberrationen für die Differenzierung und Entwicklung des Geschlechts

5.7.3 Syndrome mit Störung der Geschlechtsentwicklung

5.7.4 Kriterien für die Geschlechtszuordnung und die standesamtliche Eintragung des Geschlechtes

5.8 Zwillinge

5.8.1 Grundlagen

5.8.2 Siamesische Zwillinge

5.8.3 Getrennt aufgewachsene eineiige Zwillinge

5.8.4 Fehlbildungen bei eineiigen Zwillingen

5.9 Angeborene Stoffwechselstörungen

5.9.1 Definition und Einteilung

5.9.2 Monogene Stoffwechselstörungen

5.9.3 Übergänge zwischen monogenen und multifaktoriellen Stoffwechselstörungen

5.9.4 Multifaktorielle Stoffwechselstörungen und quantitative Merkmale

5.10 Pharmakogenetik

5.10.1 Pharmakogenomik und Pharmakogenetik

5.10.2 Populationen und DNA-Profile in der pharmakogenetischen Forschung

5.10.3 Pathologische Reaktionen auf Medikamente

5.10.4 Einsatzgebiete der Pharmakogenetik

5.10.5 Schlussfolgerungen und Ausblick

5.11 Genetik von Krebserkrankungen

5.11.1 Grundlagen

5.11.2 Tumorsuppressorgene

5.11.3 Protoonkogene

5.11.4 Mutationsarten in Krebszellen

5.11.5 Erbliche Tumorerkrankungen

5.12 Präventive Maßnahmen in der Humangenetik

5.12.1 Voraussetzungen für präventive Maßnahmen

5.12.2 Genetische Screeningverfahren

5.13 Therapie von Erbkrankheiten

5.13.1 Therapie auf genotypischer Ebene

5.13.2 Therapie auf phänotypischer Ebene

5.13.3 Pharmakologische Beeinflussung des Stoffwechsels

5.13.4 Psychosoziale Interventionen bei genetisch (mit-)bedingten Erkrankungen

5.14 Stammzellen – Bedeutung für die klinische Medizin

5.14.1 Stammzellen

5.14.2 Zukunftsperspektiven

Anschriften

Impressum

1 Grundlagen der Genetik

1.1 Aufbau des Genoms und Weitergabe der genetischen Information

G. Poeggel, T. Meitinger

1.1.1 Aufbau des Genoms

Man unterscheidet grundsätzlich zwei Typen von Nukleinsäuren: Desoxyribonukleinsäuren (DNA) und Ribonukleinsäuren (RNA). Beide Nukleinsäuren sind Polymere von Nukleotiden (Nukleosidmonophosphaten), die durch Pyrophosphat-Abspaltung aus Nukleosidtriphosphaten polymerisiert werden.

1.1.1.1 Grundstruktur der Nukleotide

Nukleosidmonophosphate bestehen aus

einer organischen Base (einer Purin- oder Pyrimidinbase),

einem Zucker (Ribose oder 2'-Desoxyribose) und

Phosphorsäure.

Die drei Komponenten sind folgendermaßen verknüpft ( ▶ Abb. 1.1):

Mit dem C1 des Zuckers ist N-glykosidisch die organischen Purin- oder Pyrimidinbase verknüpft, dadurch entsteht ein Nukleosid (z. B. Cytosin).

Die OH-Gruppe am C5 des Zuckers wird mit Phosphorsäure verestert, dadurch entsteht ein Nukleotid (in diesem Fall ein Nukleosidmonophosphat, z. B. Cytosinmonophosphat, CMP).

Durch Veresterung der Phosphatgruppe mit weiteren Phosphorsäuremolekülen entstehen Nukleosiddiphosphate (z. B. Cytosindiphosphat, CDP) und Nukleosidtriphosphate (z. B. Cytosintriphosphat, CTP).

Aus diesen energiereichen Nukleosidtriphosphaten werden die Nukleinsäuren synthetisiert.

Grundstruktur eines Nukleotids.

Abb. 1.1

Die organischen Basen der DNA sind die Purinbasen Adenin (A) und Guanin (G) sowie die Pyrimidinbasen Cytosin (C) und Thymin (T).

In der DNA wird als Zucker die Pentose 2'-Desoxyribose verwendet, in der RNA ist es die Pentose Ribose. In der RNA wird außerdem an Stelle von Thymin die Base Uracil verwendet.

1.1.1.2 Aufbau von DNA und RNA

Schreibt man zwei Nukleotide untereinander, so erkennt man sofort, dass über die Phosphorsäure am C5 des einen Moleküls eine Esterbindung zur OH-Gruppe am C3 des anderen Moleküls gebildet werden kann.

Aufbau der DNA-Doppelhelix.

Abb. 1.2 Man beachte, dass die beiden Stränge antiparallel vorliegen. Unter Ausbildung von Wasserstoffbrückenbindungen liegen sich immer zwei Basen im Innern der Helix gegenüber. Das Rückgrat der Helix bilden die durch Phosphatbrücken miteinander verknüpften Zucker (aus: Poeggel G, Kurzlehrbuch Biologie. Thieme, 2009).

Über solche C3-C5-Phosphorsäurediesterbindungen werden eine Vielzahl von Nukleotiden zu Ketten verknüpft, aus denen die Basen seitlich herausragen ( ▶ Abb. 1.2). Es entsteht entweder ein DNA- oder ein RNA-Strang.

1.1.1.3 DNA

Die Nukleotidabfolge in der DNA macht den genetischen Code aus. Die DNA ist doppelsträngig und besteht aus zwei antiparallelen Nukleotidsträngen, die in Form einer α-Doppelhelix vorliegen. Dabei liegen sich immer zwei Basen unter Ausbildung von Wasserstoffbrücken gegenüber, man spricht von komplementärer Basenpaarung. An den beiden Enden des Stranges ist entweder die 3'-OH-Gruppe des Zuckermoleküls (= 3'-Ende) oder die 5'-Phosphorsäuregruppe nicht verestert (= 5'-Ende). Damit hat ein Nukleotidstrang eine Richtung ( ▶ Abb. 1.2).

Die Basenpaarung ist nicht willkürlich. Es liegen sich immer zwei bestimmte Basen (sogenannte komplementäre Basen) gegenüber ( ▶ Abb. 1.3). Das geschieht

unter Ausbildung von zwei Wasserstoffbrücken zwischen Adenin (A) und Thymin (T) und

unter Ausbildung von drei Wasserstoffbrücken zwischen Guanin (G) und Cytosin (C).

Die Stabilisierung der α-Doppelhelix erfolgt

intermolekular zwischen den komplementären Basen der beiden antiparallelen Helices im Innern der Schraube,

durch intramolekulare Wasserstoffbrücken zwischen den Gängen der Helices und

durch sogenannte Stacking–Interaktionen.

Verwendete Basen und ihre Paarung in der DNA.

Abb. 1.3

Eine einzelne Wasserstoffbrückenbindung hat nur eine sehr geringe Bindungsenergie. Die hohe Zahl dieser Wasserstoffbrücken stellt jedoch die nötige Bindungsenergie für den Zusammenhalt der Moleküle. Durch Wärmezufuhr kann man diese Bindungen lösen, die DNA liegt dann einzelsträngig vor.

1.1.1.4 RNA

RNA ist in der Regel einzelsträngig und bildet nur abschnittsweise intramolekulare helikale Strukturen aus. Da in der RNA statt Thymin (T) Uracil (U) eingebaut wird, erfolgt hier neben der GC-Paarung eine Paarung zwischen den Basen A und U unter Ausbildung von zwei Wasserstoffbrücken.

Man unterscheidet funktionell verschiedene Typen von RNA. Die bisher am besten untersuchte RNA ist die messenger RNA (mRNA). Zunehmend rücken nichtkodierende RNA-Typen (ncRNA) in den Vordergrund:

Messenger-RNA (mRNA): Sie fungiert als Boten-RNA bei der Synthese von Proteinen. Die genetische Information der DNA wird in mRNA (Transkription) umgeschrieben und ins Zytoplasma der Zelle transportiert. Da es viele verschieden große Proteine gibt, gibt es auch viele verschiedene mRNA-Moleküle unterschiedlicher Länge. Die mRNA ist die vielfältigste RNA.

Ribosomale RNA (rRNA): Sie ist eine Struktur-RNA und baut gemeinsam mit Proteinen die Ribosomen auf, die den Ort der Translation darstellen. In prokaryontischen Zellen gibt es drei, in eukaryontischen Zellen gibt es vier verschiedene rRNA-Moleküle.

Transfer-RNA (tRNA): Sie bindet im Zytoplasma die Aminosäuren und transportiert sie zur Proteinsynthese zu den Ribosomen. Da es 21 proteinogene Aminosäuren gibt, muss es auch mindestens 21 verschiedene tRNA-Moleküle geben. Bringt man tRNA-Moleküle zweidimensional in eine Ebene, sieht sie aus wie ein Kleeblatt ( ▶ Abb. 1.4).

Die small nuclear RNA (snRNA) zeigt katalytische Aktivität, sie ist Bestandteil der Spleißosomen, die aus der sogenannten prä-mRNA die Introns entfernen.

Die small nucleolar RNA (snoRNA) steuern im Nucleolus positionsspezifische Basenmodifikationen.

Antisense-RNA wird am nichtcodogenen Strang der DNA gebildet und kann durch komplementäre Basenpaarung die am codogenen Strang gebildete mRNA blockieren und damit die Translation verhindern. Auch beim Menschen kommen Antisense-Gene vor.

Mikro-RNA (miRNA) und short interfering RNA (siRNA) sind kurze RNA-Moleküle (20 – 25 Nukleotide), die die Sequenz bestimmter mRNAs erkennen, deren Translation blockieren oder zielgenau deren Abbau induzieren können.

Kleeblattstruktur eines tRNA-Moleküls.

Abb. 1.4 Die Bindung der Aminosäuren erfolgt an der 3'-OH-Gruppe des Zuckers vom letzten Nukleotid (Adenosin). Dieses Ende ist bei allen tRNA-Molekülen identisch (CCA-Ende). Die beiden anderen Schleifen dienen der Wechselwirkung mit dem Ribosom und der Aminoacyl- tRNA-Synthetase. Sie verknüpft bei der Translation die tRNA mit der passenden Aminosäure. Durch posttranskriptionale Modifikation werden nach der tRNA-Synthese viele Basen nachträglich verändert (Y, ψ). Im Bereich der Stege dieses Kleeblattes kommt es durch intramolekulare Basenpaarungen zu doppelhelikalen Abschnitten.

1.1.2 DNA als Träger der genetischen Information

Die DNAist der Träger der genetischen Information. Bei der menschlichen Zelle, wie bei allen Eukaryonten ist sie in Form von Chromosomen, linearen DNA-Molekülen im Verbund mit Proteinen im Zellkern lokalisiert. Die Struktur der mitochondrialen DNA (mtDNA) entspricht der DNA von Prokaryonten. Sie findet sich als ringförmiges doppelhelikales Molekül in der Matrix der Mitochondrien.

Die Basenfolge des DNA-Stranges macht den genetischen Code aus. Die Verschlüsselung von Proteinen erfolgt in sogenannten Tripletts, d. h. jeweils drei Nukleotide bilden eine Kodierungseinheit für eine Aminosäure. In der Abfolge dieser Kodierungseinheiten ist die Sequenz der Aminosäuren im Protein verschlüsselt.

Die Eigenschaften des genetischen Codes bei Eukaryonten sind im Folgenden zusammengefasst:

1.1.3 Das menschliche Genom

Im Interphasekern sind die Chromosomen entspiralisiert. Erst während der Mitose, wenn die Chromosomen in ihre Transportform überführt werden, kann man sie im Lichtmikroskop erkennen, anfärben und charakterisieren.

Das menschliche Genom besteht aus 3 Mrd. Basenpaaren. Nur ca. 2 cm (1,1%) des ca. 1,8m langen DNA-Fadens sind kodierend. Es gibt 25 000 – 30 000 Gene. Die Zahl der davon verschlüsselten Proteine liegt eine Größenordnung höher, da von jedem Gen in der Regel mehrere Proteine kodiert werden.

Über 200 der menschlichen Proteine sind bakteriellen Proteinen ähnlich, was auf einen horizontalen Gentransfer von Bakterien auf den Menschen hindeutet.

Der Anteil der intergenischen DNA (nicht kodierende DNA zwischen den Transkriptionseinheiten der Gene) wird auf ca. 75% geschätzt. Berücksichtigt man, dass Introns (s. u.) ebenfalls nicht für Proteine kodieren, enthalten ca. 99 % des Genoms keine kodierenden Nukleotidsequenzen.

Die Nukleotidsequenz setzt sich aus singulären Abschnitten und repetitiven (sich wiederholenden) Sequenzen zusammen:

Singuläre Abschnitte enthalten einmalige Sequenzen, die einen Großteil der ca. 25 000 Gene für Proteine kodieren, sowie regulatorische Sequenzen und Spacer- DNA, durch die regulatorische Sequenzen positioniert werden.

Repetitive (teilweise hochrepetitive) Sequenzen kommen verstreut über die DNA oder in Form von Tandemwiederholungen vor. Zu einem kleinen Teil können sie funktionell sein, wie z. B. Histongene, tRNA-Gene oder rRNA-Gene. Sie können aber auch als so genannte Pseudogene nicht funktionelle Genkopien bilden. Von einem großen Anteil repetitiver Sequenzen ist die Funktion unbekannt.

1.1.3.1 Struktur eukaryontischer Gene

Die frühere Definition eines Gens als einen Abschnitt der DNA, der für ein Protein kodiert, kann nicht mehr aufrechterhalten werden, da mindestens 50% der mRNAs nach der Transkription alternativ gespleißt werden. Dabei werden aus einer prä-mRNA verschiedene mRNAs erzeugt, die im Anschluss zur Herstellung verschiedener Proteine verwendet werden.

Man kann ein Gen daher nur ganz allgemein als einen Abschnitt der DNA definieren, der für eines oder mehrere funktionelle Produkte kodiert. Diese funktionellen Produkte können Proteine (über mRNA vermittelt), aber auch Nukleinsäuren (rRNA, tRNA, miRNA) sein.

Introns und Exons. Die meisten menschlichen Gene bestehen aus kodierenden Abschnitten (Exons, ca. 1,1% des Genoms), die durch lange, nicht kodierende Abschnitte unterbrochen sind (Introns, ca. 24% des Genoms). Bei der Transkription werden sowohl Introns als auch Exons in mRNA umgeschrieben. Anschließend werden die nicht kodierenden Introns durch Splicing aus dieser prä-mRNA entfernt.

Promotor. Die sogenannte Promotorregion ist für die Regulation der Transkription verantwortlich. Sie besteht aus spezifischen Nukleotidsequenzen, liegt stromaufwärts (upstream) vom Transkriptionsstart und überlappt mit der 5´UTR (vgl. ▶ Abb. 1.20). Es gibt 10 – 20 konservierte Promotorelemente, zu denen die TATA- und CAAT-Sequenzen gehören. Die Orientierung dieser Promotor-Sequenz gibt die Auswahl des codogenen, also kodierenden, DNA-Stranges vor ( ▶ Abb. 1.6). An die Promotor-Sequenzen bindet die RNA-Polymerase, das Enzym, das bei der Transkription für das Abschreiben der DNA in mRNA verantwortlich ist. Die Transkription beginnt ca. 25 Nukleotide stromabwärts (downstream) der TATA-Box bei +1. Sie wird beendet, wenn das Polyadenylierungssignal passiert wurde (s. Transkription).

Regulatorische Sequenzen. In einiger Entfernung von den Genen, stromaufwärts oder stromabwärts, liegen regulatorische Nukleotidsequenzen (Enhancer oder Silencer). Diese können bestimmte Proteine binden und durch Schleifenbildung mit der Promotorregion und der RNA-Polymerase in Wechselwirkung treten. Dadurch wird die Transkription positiv (Enhancer) oder negativ (Silencer) beeinflusst.

Struktur eines Gens.

Abb. 1.6 Gene weisen in der Regel einen regulatorischen Bereich (Promotor) und eine (kodierende) Transkriptionseinheit auf. Im Promotor befinden sich die CAAT-Region und die TATA-Region, an die die RNA-Polymerase bindet. Aber auch weit vom Gen entfernt liegende Sequenzen können die Transkription fördern oder hemmen (Enhancer bzw. Silencer). Regulatorisch wirksame Sequenzen finden sich auch innerhalb der Transkriptionseinheiten von Genen. Bei +1 beginnt die Transkription der mRNA. Es wird solange transkribiert, bis die RNAPolymerase das Polyadenylierungssignal passiert hat, einige Nukleotide danach endet die Transkription. Spezielle Codons innerhalb der transkribierten Sequenz signalisieren Start und Stopp der Translation. Üblicherweise wird auf der DNA die Triplettfolge des nicht codogenen Strangs beschriftet. Daraus erklärt sich, dass das Start-Triplett der mRNA (AUG) auf der DNA mit ATG beschriftet ist und nicht, wie es logisch wäre, mit TAC. Damit entspricht die Triplettfolge der DNA auf dem nicht codogenen Strang derjenigen der mRNA und somit auch der tatsächlichen Aminosäuresequenz.

Spacer-DNA (Abstandhalter). Diese Sequenzen sorgen dafür, dass die regulatorischen Sequenzen für die Transkriptionsregulation in die richtige Position zu den Promotoren gebracht werden können.

Intronlose Gene. Nur wenige Gene sind intronlos. Sie sind meist durch Retroposition entstanden (Rückschreiben von reifer mRNA in DNA und Integration in das Genom). Intronlose Gene erkennt man an ihrer Poly-T-Sequenz, dem rückgeschriebenen Poly-A-Schwanz der reifen mRNA. Über diesen Retropositions- Mechanismus entstehen Genduplikationen. Diese Duplikate sind jedoch häufig Pseudogene, falls sie bei der Integration in die DNA keine Promotorregion antreffen.

Zu den intronlosen aktiven Genen gehört z. B. das Melanocortin-4-Rezeptorgen (MC4R), das mit Adipositasassoziiert werden konnte.

1.1.3.2 Repetitive Sequenzen

Neben singulären Sequenzen gibt es einen großen Anteil repetitiver DNA ohne Funktion bzw. mit unbekannter Funktion. Dazu gehören Satelliten-DNA (ca. 10% der DNA), Retroposons (ca. 40% der DNA), endogene Retroviren (ca. 8% der DNA) und Transposons (ca. 3% der DNA).

Satelliten-DNA. Sie wird je nach Größe der sich tandemartig wiederholenden Nukleotidfolgen eingeteilt in:

Retrotransposons. Diese Sequenzen, auch Retroposons genannt, machen über 40% unseres Genoms aus und lassen sich nach ihrer Struktur einteilen in:

Mobile genetische Elemente wie Transposons und Retroposons werden in Kap. ▶ 2 ausführlich besprochen.

1.1.3.3 Variabilität des Genoms

Die Information auf der DNA unterliegt permanent Veränderungen, sogenannten Mutationen. Dabei können einzelne Basen durch Mutation ausgetauscht werden, Basensequenzen deletiert, dupliziert, gedreht oder verlagert werden.

Im Rahmen der Evolution bleiben nur solche Mutationen erhalten, die die Überlebensfähigkeit des Organismus verbessern oder wenigstens nicht beeinträchtigen. Mutationen, die einen evolutiven Nachteil für den Organismus bedeuten, unterliegen der Selektion und können sich nicht etablieren. Mutationen in nicht kodierenden Bereichen der DNA betreffen das Überleben des Organismus häufig nicht, sie bleiben daher erhalten und werden weitervererbt.

1.1.3.4 Allele

Single Nucleotide Polymorphismus (SNP).

Der Großteil der genetischen Diversität des Menschen basiert auf Single Nucleotide Polymorphismen (SNPs), mutativen Veränderungen durch den Austausch einzelner Nukleotide in der DNA, die meist durch Ablesefehler während der Replikation entstehen. SNPs machen sich also durch Unterschiede in einzelnen Basenpaaren der DNA bemerkbar. Zwei nicht verwandte menschliche Genome unterscheiden sich durchschnittliche einmal pro 1000 Basenpaare. Mehr als 5 Millionen häufige SNPs (> 10%) wurden bisher kartiert, ca. 60 000 davon liegen in kodierenden Regionen.

Liegen solche SNPs in den codierenden Sequenzen, führt das zur Bildung von sogenannten Allelen, also zu verschiedenen Formen oder Varianten dieser Gene, die ihrerseits wieder durch Mutationen zu weiteren Allelen modifiziert werden. Allele entstehen also durch Mutation aus anderen Allelen. Tritt eine definierte Mutation bei mehr als 1% der Bevölkerung auf, dann spricht man nicht mehr von einer Mutation, sondern von einem Polymorphismus. In einer Population gibt es für viele Gene auch viele unterschiedliche Allele (multiple Allele). Jeder Mensch kann auf Grund des diploiden Chromosomensatzes jedoch nur zwei Allele eines Gens besitzen:

Sind die Allele identisch, ist er bezüglich dieses Gens homozygot,

unterscheiden sie sich, dann ist er bezüglich dieses Gens heterozygot.

Allele sind damit definiert als unterschiedliche Formen eines Gens, die sich am gleichen Genort der homologen Chromosomen befinden.

Aufgrund der Degeneriertheit des genetischen Codes führen jedoch viele dieser SNPs in kodierenden Regionen nicht zu einem Aminosäure-Austausch. Der Polymorphismus äußert sich also nicht durch einen veränderten Phänotyp, da das resultierende Protein unverändert bleibt.

Nicht nur durch die zufällige Kombination unterschiedlicher Allele (man erbt von jedem Elternteil ein Allel eines Gens) entsteht die Variabilität im Genom. Auch andere Mechanismen tragen dazu bei, dass sich Individuen voneinander unterscheiden.

Segregation.

Während der Metaphase I der Meiose werden väterliche und mütterliche homologe Chromosomenpaare nach dem Zufallsprinzip in der Metaphaseplatte orientiert und anschließend ebenfalls zufällig auf die entstehenden Tochterzellen verteilt (Segregation).

Daher variiert der Anteil der vom Vater bzw. von der Mutter stammenden Chromosomen in den Keimzellen.

Cross-over. Ein während der Prophase I der Meiose ablaufender Rekombinationsprozess, das „Cross-over“, sorgt für eine weitere „Durchmischung“ väterlicher und mütterlicher Gene.

Da homologe Chromosomen identische Gene besitzen (bei möglicherweise unterschiedlichen allelen Formen dieser Gene) verändert sich durch Cross-over die Allelkomposition der Chromosomen. Dadurch entstehen neue Kombinationen von Merkmalen, die genetische Variabilität steigt.

Als Schwesterchromatiden bezeichnet man die beiden Chromatiden eines Chromosoms. Die dazugehörenden Nichtschwesterchromatiden sind die beiden Chromatiden des entsprechenden anderen, homologen Chromosoms. Eine Fehlpaarung der beiden homologen Chromosomen beim Cross-over (die identischen Gene liegen sich nicht gegenüber, oder gar eine Paarung zwischen nicht homologen Chromosomen) führt zu unterschiedlichen Mutationen (Duplikation/Deletion, Translokation).

DNA-Kopienvariation. Einen bis vor kurzem unterschätzten Anteil an der Variation des Genoms haben DNA-Kopienvarianten (copy number variation, CNV), die durch Verlust (Deletion) oder Gewinn (Duplikation) von DNA-Sequenzen entstehen und bis zu mehreren Millionen Basenpaaren lang sein können. Hunderte von Kopienvarianten unterschiedlicher Größe sind im Genom bereits kartiert. Mit zunehmendem Auflösungsvermögung der molekularen Techniken (z. B. Gesamtsequenzierung vollständiger Genome) steigt ihre Zahl. DNA-Kopienvariation im FGFR3-Gen wurde z. B. mit Glomerulonephritisassoziiert gefunden.

Variable repetitive Sequenzen. Ein großer Anteil der Variabilität im Genom des Menschen basiert auf Veränderungen der Anzahl repetitiver Sequenzen in nicht kodierenden Abschnitten der DNA (VNTR und STR). Die relativ kurzen STRs (short tandem repeats) können auch Bestandteil kodierender Abschnitte und damit Ursachen für genetisch bedingte Krankheiten sein. Ein Beispiel hierfür ist die erhöhte Anzahl von CAG-Wiederholungen bei der Huntington-Erkrankung.

Cistron. Alle Gene, die zur Vervollständigung eines Moleküls beitragen, werden als Cistron zusammengefasst. Cistrons sind also Gruppen von Genen (die auch auf unterschiedlichen Chromosomen lokalisiert sein können), die z. B. innerhalb einer Genwirkkette an der Synthese des Endproduktes beteiligt sind.

Umwelteinflüsse

Variabilität im Genom führt letztendlich zu Unterschieden bei der Ausprägung phänotypischer Merkmale. Die Variabilität des Phänotyps wird jedoch zusätzlich durch epigenetische Faktoren und Umwelteinflüsse beeinflusst. In Kapitel 3.5 „Multifaktorielle Merkmale und Erkrankungen“ wird vorgestellt, wie sich verschiedene Faktoren und Einflüsse oft unvorhersehbar auf die Merkmalsausprägung auswirken.

1.1.4 Replikation

Die Grundlage für die Vermehrung von Zellen ist die Weitergabe der genetischen Information an die Tochterzellen. Dazu muss vor jeder Zellteilung die genetische Information verdoppelt (repliziert) werden. Die Replikation erfolgt in der S-Phase des Zell-Zyklus und führt zur Bildung des zweiten (Schwester-)Chromatids.

Die Replikation wird durch einen Multienzymkomplex semikonservativ realisiert. Bei dieser Form der Replikation wird die DNA-Doppelhelix aufgelöst und beide Stränge dienen als Matrize für zwei neue DNA-Doppelhelices. Dabei werden die Chromosomen, die bislang nur aus einem Chromatid bestanden, in Chromosomen mit zwei Chromatiden umgewandelt. Konservativ wäre eine Replikation, bei der beide Tochterstränge die neue Doppelhelix bilden, was jedoch in der Natur nicht realisiert wird.

1.1.4.1 Entwindung der DNA-Doppelhelix

Zur Replikation muss die Doppelhelix entwunden werden, dies führt zu Überdrehungen, wie man sehr leicht mit einem verdrillten (multifilen) Bindfaden überprüfen kann. Bei Eukaryonten stört zusätzlich die Verpackung der DNA durch Histone, die für die Replikation entfernt werden müssen.

Für die semikonservative Replikation muss es also einen Mechanismus geben, der es erlaubt, die DNA-Doppelhelix in zwei Einzelstränge aufzutrennen:

Replikations-Initiationsproteine erkennen die Replikations-Startpunkte und ziehen hier die Doppelhelix auseinander.

An die Einzelstränge in diesen Lücken lagern sich zwei Replikationskomplexe (Multiproteinkomplexe) an, und die Helikasen beginnen, die Doppelhelix durch Drehung bidirektional aufzuwinden (9000 U/min).

Die DNA wird gespreizt und in diesem Zustand durch DNA-Bindungsproteine stabilisiert.

Eine Überdrehung der DNA-Helix beim Aufwinden und Spreizen wird durch Topoisomerasen verhindert, die in bestimmten Abständen Einzelstrangschnitte durchführen, wodurch die Einzelstränge sich umeinander drehen können.

Durch DNA-Ligase wird die Schnittstelle wieder versiegelt.

So entstehen über einen relativ komplizierten Prozess Einzelstrangregionen von ca. 2000 Basenpaaren, an denen die eigentliche Replikation beginnen kann.

1.1.4.2 Der Replikationsprozess

Durch die Verpackung der eukaryontischen DNA läuft die Replikation langsamer ab als bei Prokaryonten. Hinzu kommt die vergleichsweise enorme DNA-Menge, die bei Eukaryonten repliziert werden muss. Um dennoch in einem vertretbaren Zeitfenster zu bleiben, gibt es auf der eukaryontischen DNA sehr viele Startpunkte (Origins, mehr als 10 000), die durch sogenannte Replikationseinheiten (Replikons) voneinander getrennt werden ( ▶ Abb. 1.7). Von jedem Origin läuft die Replikation von zwei Replikationsgabeln aus in beide Richtungen (bidirektional), bis die benachbarten Replikationsblasen aufeinandertreffen. Mehr als 20 verschiedene Typen von DNA-Polymerasen führen DNA-Replikation in eukaryontischen Zellen durch.

Replikons und Origins in der eukaryontischen DNA.

Abb. 1.7 Am Replikationsursprung (Origin) beginnt die Replikation. Die DNA-Polymerase α synthetisiert einen kurzen RNA-Primer. Die weitere Synthese erfolgt durch die Polymerase δ. Dabei entsteht durch die Bewegung der Replikationsgabeln in beide Richtungen eine Blase, die immer größer wird. Den Bereich, der von einem Origin aus repliziert wird, nennt man Replikon. Stoßen die Replikationsbereiche der benachbarten Replikons aufeinander, fusionieren die Blasen, und die zwei neuen DNA-Doppelhelices liegen getrennt voneinander vor. Da bidirektional gelesen wird, ist jeder der beiden DNA-Stränge gleichzeitig Leitstrang (in die eine Richtung) und Folgestrang (in die andere Richtung).

Im Unterschied zu Prokaryonten können die Replikations-Startpunkte jedoch nur einmal aktiviert werden (Doppelreplikationsblockade). Diese Blockade wird erst nach einer Mitose wieder aufgehoben.

Primer-Synthese. Zu Beginn der Replikation erkennt ein Multienzymkomplex, bestehend aus Helikase, verschiedenen DNA-Polymerasen und Hilfsproteinen, die durch die Initiationsproteine freigelegten Origins als Startpunkte. Der Komplex lagert sich hier an, und die Helikase entwindet die DNA, die durch Bindungsproteine in Einzelstrangform stabilisiert wird.Weil die DNA-Polymerasen nicht in der Lage sind, eine Neusynthese selbst zu starten, brauchen sie ein Stück Nukleotidstrang, an dem sie ansetzen und fortfahren können.

Die Primer-Synthese übernimmt als Pendant zur Primase der Prokaryonten eine katalytische Untereinheit der Polymerase α, die eine Primase-Funktion hat. Sie beginnt die DNA-Stränge von 3' nach 5'- abzulesen und bildet einen kurzen RNA-Primer (8 – 10 Nukleotide), den sie anschließend mit einer zweiten katalytischen Untereinheit (Replikasefunktion) durch ca. 20 Desoxyribonukleotide (DNA) verlängert.

Leitstrangsynthese.

Die Polymerase δ setzt an dem durch die Primase synthetisierten Nukleotidstrang an und führt die Replikation des Leitstranges durch.

Ein weiterer Proteinkomplex, der Gleitring, hält die DNA-Polymerase dabei auf dem DNA-Strang fest. Die beiden Replikationsgabeln beginnen jeweils in eine Richtung zu wandern. Da die Replikation vom Origin aus bidirektional verläuft, werden zwei dieser beschriebenen Replikationskomplexe benötigt.

Die DNA wird vom 3'- zum 5'-Ende abgelesen, die Synthese erfolgt antiparallel dazu vom 5'- zum 3'-Ende. Aus dieser Antiparallelität der Stränge folgt, dass nur ein Strang von 3' nach 5' durchgehend gelesen werden kann (Leitstrang, leading strand).

Folgestrangsynthese.

Der andere Strang (Folgestrang, lagging strand) kann nur abschnittweise entgegengesetzt zum Fortlaufen der Replikationsgabeln gelesen werden ( ▶ Abb. 1.8). Daher entstehen am Folgestrang bei der Neusynthese zunächst nur DNA-Fragmente (sogenannte Okazaki-Fragmente), die später durch eine DNA-Ligase miteinander zu einem fortlaufenden Strang verknüpft werden.

Da sich der Multienzymkomplex nur in einer Richtung über die DNA-Doppelhelix bewegt, werden größere Abschnitte des Folgestrangs durch Einzelstrangbindungsproteine stabilisiert. Anschließend wird dieser stabilisierte Abschnitt mittels Schleifenbildung durch den Multienzymkomplex hindurch geführt. Das Ablesen und die Synthese des komplementären Folgestrangs wird bei Eukaryonten durch die Polymerase α (Synthese und Verlängerung der Primer) sowie durch die Polymerase δ realisiert. Eine weitere Polymerase, die Polymerase ε, ist ebenfalls an der DNA-Synthese beteiligt. Sie teilt sich mit der Polymerase δ bei der Replikation des Folgestrangs die Arbeit an der Replikationsgabel. Die Polymerasen δ und ε haben gleichzeitig Reparaturfunktion (3'-5'-Exonuklease-Aktivität).

Wenn das benachbarte Okazaki-Fragment erreicht wird, gibt der Gleitring des Folgestranges die DNA-Polymerase frei, und das nächste Stück Folgestrang wird in eine Schleife gelegt. Die DNA-Polymerasen des Folgestrangs lagern sich nun wieder an, und die Synthese wird fortgesetzt. Durch diesen Mechanismus bewegt sich die Replikationsmaschine für beide Stränge diskontinuierlich in eine Richtung über die DNA ( ▶ Abb. 1.8).

Fehlerkorrektur und Abschluss der Replikation. Noch vor Abschluss der Replikation treten wichtige Mechanismen in Kraft, die für eine erfolgreiche und exakte Verdoppelung der DNA unabdingbar sind:

Replikationsfehler werden noch während der Synthese durch die DNA-Polymerase δ und ε repariert. So kann die DNA-Polymerase mit ihrer Exonukleasefunktion ein falsch verknüpftes Nukleotid gleich wieder herausschneiden und durch das richtige Nukleotid ersetzen. Trotz der sofortigen Fehlerkorrektur verbleibt noch ca. 1 Lesefehler pro 104–5 Nukleotide.

Verbleibende Fehler werden bei Eukaryonten durch ein komplexes Korrektursystem auf eine Fehlerquote von 1 Lesefehler pro 106–9 Nukleotide gesenkt. Bei diesen Reparaturprozessen spielt eine weitere Polymerase, die Polymerase β, eine Rolle. Bei der „Short-Patch“-Basenexzisionsreparatur baut die Polymerase β nur ein Nukleotid ein, bei der „Long-Patch-Basenexzisionsreparatur“ synthetisiert sie einen längeren DNA-Strang.

Gleichzeitig werden die RNA-Primer durch DNA-Nukleotide ersetzt. Wenn die DNA-Polymerase δ (bzw. Polymerase ε) das vorangehende Okazaki-Fragment erreicht, verdrängt sie die RNA des Primers vom DNA-Strang. Verschiedene Endo- und Exonukleasen entfernen das überhängende Ende, und eine DNALigase verknüpft die DNA-Fragmente zu einem kontinuierlichen Strang.

Korrekturpolymerasen können also nicht nur Nukleotide miteinander verknüpfen, sondern im Zusammenspiel mit anderen Enzymen auch defekte Stellen aus einem Strang herausschneiden und reparieren.

Replikationsgabel.

Abb. 1.8 Eine DNA-Helikase entwindet mit Fortschreiten der Replikationsgabel den Mutterstrang. Nur der Leitstrang (Leserichtung 3' nach 5') kann von 5' nach 3' in einem durch synthetisiert werden. Die Synthese des Folgestrangs muss abschnittweise erfolgen. Da sich der Replikationskomplex nur in eine Richtung bewegen kann, wird der zu replizierende Folgestrang in einer Schleife durch den Polymerase-Komplex hindurchgefädelt. Durch diese Schleifenbildung können Leit- und Folgestrang gleichzeitig repliziert werden. Die Primase (DNA-Polymerase α) sorgt für die Synthese der RNA-Primer, einzelstrangbindende Proteine stabilisieren den Folgestrang. Die eigentliche Synthese wird durch zwei DNA-Polymerasen (δ, ε) durchgeführt.

Dafür benötigen sie Fehlpaarungsreparaturproteine, die Nukleotidfehlpaarungen an Verbiegungen der DNA-Doppelhelix erkennen. Durch ein Zusammenspiel von Endo- und Exonukleasen wird der defekte Bereich aus dem Tochterstrang herausgeschnitten und z. B. durch die DNA-Polymerase β unter Nutzung des Mutterstrangs als Matrize ersetzt. Es gibt bei Eukaryonten mehr als 130 Gene, die für DNA-Reparaturproteine kodieren. Mutationen in entsprechenden Genen finden sich z. B. beim familiären Kolonkarzinom.

Die Reparaturenzyme erkennen die Tochterstränge an sogenannten „Nicks“. Das sind noch nicht ligierte DNA-Abschnitte der Tochterstränge. Die DNA-Reparaturmechanismen werden in Kapitel 1.5 besprochen.

Noch während der Synthese der DNA beginnt bereits ihre Verpackung unter Bildung von Nukleosomen.

1.2 Von der DNA zum Protein

G. Poeggel, T. Meitinger

Die DNA stellt den Bauplan aller Lebewesen dar. Sie kodiert für Proteine und funktionelle RNAs, die wiederum Aufgaben bei der Umsetzung der Erbinformation haben. In zwei großen Schritten entstehen auf Grundlage unserer Gene Proteine:

1. Bei der Transkription wird eine Gen-Abschrift, die mRNA, erzeugt.

2. Bei der Translation wird der genetische Code am Ribosom von der mRNA abgelesen und mithilfe von tRNAs entschlüsselt. Aminosäuren werden entsprechend der Codon-Folge miteinander verknüpft, bis das fertige Protein entstanden ist.

1.2.1 Transkription

1.2.1.1 Ablauf der Transkription

Die Realisierung der genetischen Information beginnt mit der Transkription. Während der Transkription werden für die Translation notwendige Komponenten synthetisiert. Das sind:

Bausteine des Translationsapparates (die rRNA der Ribosomen),

Transporteinheiten für die Aminosäuren (die verschiedenen tRNA-Moleküle) und

eine bewegliche Abschrift von Genen, die für Proteine kodieren (mRNA).

Die Transkription wird durch RNA-Polymerasen realisiert. Sie findet bei Eukaryonten im Zellkern statt. Mitochondrien können ihre DNA unabhängig vom Zellkern transkribieren. Das Ablesen der DNA erfolgt nur an einem Strang der Doppelhelix, dem codogenen Strang, vom 3'-Ende zum 5'-Ende. Entsprechend erfolgt die Synthese der RNA in 5'-3'-Richtung. Der codogene Strang kann von Gen zu Gen wechseln und wird durch die Orientierung der Promotorsequenz des Gens bestimmt. Jedes Gen hat seinen eigenen Promotor, an dem die Transkription beginnt und reguliert wird.

Der codogene Strang kann für jedes Gen unterschiedlich sein.

Abb. 1.9 Die Ableserichtung ist durch Pfeile markiert (aus: Poeggel G, Kurzlehrbuch Biologie. Thieme, 2009).

Die Promotor-Orientierung legt somit die Bewegungsrichtung der RNA-Polymerase über die DNA fest. Wird der codogene Strang gewechselt, wechselt auch die Ableserichtung ( ▶ Abb. 1.9).

Eukaryonten haben drei verschiedene RNA-Polymerasen, die unterschiedliche Gene transkribieren:

Polymerase I transkribiert große rRNA-Moleküle,

Polymerase II transkribiert mRNA,

Polymerase III transkribiert tRNA-Moleküle, 5 s-rRNA und andere ncRNAs.

Initiation der Transkription. Eukaryontische RNA-Polymerasen können die Transkription nicht selbst initiieren. Sie benötigen mehrere, sogenannte allgemeine Transkriptionsfaktoren, um die Transkription zu starten. Diese Faktoren sind an allen Promotorregionen wirksam (daher „allgemeine“ Faktoren). Sie lagern sich an den Promotor, bringen die RNA-Polymerase in die richtige Position, helfen bei der Auflösung der Wasserstoffbrücken (Trennung der DNA-Stränge) und gewährleisten damit den Transkriptionsstart.

Allgemeine Transkriptionsfaktoren (z. B. TF IIA, TF IIB, TF IIH) und RNA-Polymerase bilden an der TATA-Box einen Transkriptions-Initiationskomplex ( ▶ Abb. 1.10). Die Transkription beginnt mit der Phosphorylierung der RNA-Polymerase, was zur Freisetzung der Polymerase aus dem Initiationskomplex führt.

Transkriptionsinitiation bei Eukaryonten.

Abb. 1.10 Wechselwirkung der RNA-Polymerase mit allgemeinen Transkriptionsfaktoren ermöglicht den Transkriptionsstart und die Anlagerung der RNA-Polymerase (aus: Poeggel G, Kurzlehrbuch Biologie. Thieme, 2005).

Termination der Transkription.

Abb. 1.11 Die Transkription wird beendet, wenn das Polyadenylierungssignal passiert wird. Einige Nukleotide danach dissoziiert die RNA-Polymerase ab, die Transkription ist beendet.

Transkription. Die RNA-Polymerase verfügt über eine eigene Helikasefunktion, sie kann also die DNA selbst entwinden (ca. 17 Basenpaare). 25 Nukleotide stromabwärts von der TATA-Box (bei +1, ▶ Abb. 1.10) beginnt sie mit der RNA-Synthese. Wie bei der Replikation verhindert die Topoisomerase auch bei der Transkription ein Verdrillen der Stränge durch Einzelstrangeinschnitte.

Die gebildete mRNA ist noch nicht sofort gebrauchsfähig, sie muss erst im Zellkern modifiziert werden (s. u.). rRNAs und tRNAs werden als große Vorläufermoleküle gebildet, die mehrere rRNA- bzw. tRNA-Kopien enthalten. Nach der Transkription werden diese Vorläufer-RNAs im Zellkern in die Einzelmoleküle geschnitten.

Termination der Transkription. Die DNA wird transkribiert bis das Polyadenylierungssignal erreicht wird. Einige Nukleotide danach endet die Transkription ( ▶ Abb. 1.11).

1.2.1.2 Posttranskriptionelle Modifikation der mRNA

Fehlerkorrektur. RNA-Polymerasen haben im Gegensatz zu DNA-Polymerasen keine „Proofreading 3'-5'-Exonuklease-Aktivität“. Fehler während der Transkription werden toleriert, weil ausgehend von einem Gen viele mRNA-Moleküle erzeugt werden können. Außerdem sind Fehler in den nicht kodierenden Introns in der Regel ohne Bedeutung und einzelne, nicht funktionierende Proteine werden meist toleriert und wieder abgebaut.

CAP-Struktur.

An das 5'-Ende der mRNA wird schon während der Transkription eine sogenannte CAP-Struktur angehängt: Ein 5'-Methylguanosin wird „verkehrt herum“, also mit einer 5'-5'-Verbindung an die Ribose angeknüpft.

Die CAP-Struktur hilft zum einen bei der Bindung der mRNA an das Ribosom und ist damit wichtig für den Translationsstart, zum anderen schützt sie die mRNA vor Exonukleasen. mRNAs ohne CAP-Struktur werden von 80S-Ribosomen schlecht translatiert.

Polyadenylierung.

Nach Beendigung der Transkription wird am 3'-Ende der mRNA noch ein Poly-A-Schwanz (von bis zu 200 Adenylresten) angehängt.

Eine Poly-A-Polymerase erkennt am 3'-Ende der mRNA eine Signalsequenz (AAUAAA), heftet sich an die mRNA und verlängert sie. Die Polyadenylierung hat Bedeutung für die Stabilität der mRNA; sie erhöht die biologische Halbwertzeit.

Splicing.

Bei fast allen Eukaryontengenen wechseln sich innerhalb der Gene kodierende Sequenzen (Exons) und nicht kodierende Sequenzen (Introns) ab. Bevor also die Information der mRNA umgesetzt werden kann, müssen die nicht kodierenden Intronsequenzen entfernt werden. Dadurch wird die primäre mRNA (die auch als heterogene nucleäre RNA, hnRNA bezeichnet wird) in die reife mRNA umgewandelt. Dieses geschieht durch den Vorgang des „Splicing“ ( ▶ Abb. 1.12).

Introns, Exons und Splicing.

Abb. 1.12 Zwischen den kodierenden Bereichen (Exons) eines Gens liegen große nicht kodierende Bereiche (Introns). Während der Transkription werden sowohl Exons als auch Introns in prä-RNA umgeschrieben. Erst durch das Splicing werden die nicht kodierenden Introns entfernt und die mRNA kann translatiert werden.

Die Grenzen zwischen Exons und Introns werden durch hochkonservierte Sequenzen, sogenannte Konsensus-Sequenzen markiert. Aus kleinen nukleären RNA-Molekülen (snRNA) und Proteinen bilden sich Komplexe, sogenannte Spleißosomen. Die Intronsequenz wird lassoartig aus dem Spleißosom herausgedrückt, sodass sich die Enden der Exonsequenzen nahe kommen. Die kleinen snRNAs haben katalytische Aktivität, sie können die mRNA durch Erkennung der Konsensus-Sequenzen an den Spleißstellen spalten und die Exons nukleotidgenau miteinander verknüpfen. Ribonukleinsäuren mit katalytischer Aktivität, die man sonst nur von Proteinen kennt, werden als Ribozyme bezeichnet.

Erst nach dem Splicing liegt reife mRNA vor. Sie wird zur Translation mithilfe von Transportproteinen aus dem Zellkern in das Zytoplasma transportiert.

Introns oder Exons können fakultativ sein, d. h. ein Intron kann entfernt werden, muss aber nicht. Umgekehrt muss auch ein Exon nicht erhalten bleiben, sondern kann ebenfalls herausgeschnitten werden (sogenannte Wahl-Introns oder Wahl-Exons). Dieser Vorgang heißt alternatives (oder differenzielles) Splicing. Durch diesen Mechanismus können aus einem Gen unterschiedliche Genprodukte entstehen ( ▶ Abb. 1.13). So können die 25 000 – 30 000 Gene des Menschen insgesamt für mehr als 250 000 verschiedene Proteine kodieren.

RNA-Splicing findet nach der Transkription bei fast allen menschlichen RNAs statt. Ausnahmen sind alle mitochondrialen Gene, die Histon-Gene, die meisten tRNA-Gene und einige wenige weitere Gene. Bei den B-Zellen des Immunsystems gibt es neben RNA-Splicing auch DNA-Splicing.

Alternatives Splicing.

Abb. 1.13 In einigen Genen findet man Wahl-Exons bzw. Wahl-Introns. Es handelt sich dabei um DNA-Bereiche, die je nach erfordertem Genprodukt entweder als Intron fungieren, also entfernt werden, oder als Exon dienen und als kodierende Sequenz in der mRNA enthalten bleiben. Die Regulation des alternativen Splicings verläuft kompliziert. In einem Gen kann es auch mehrere Wahl-Introns bzw. Wahl-Exons geben, die einigen Fällen nur in bestimmten Variationen miteinander kombiniert werden. Neben diesen beispielhaft aufgeführten Splicevarianten sind viele weitere Variationen nachgewiesen.

RNA-Editing. Nach der Transkription kann außerdem ein RNA-Editing stattfinden: Einzelne Nukleotide können ausgetauscht, eingesetzt oder entfernt werden.

Im Zellkern von Säugerzellen führt RNA-Editing nur in einigen wenigen Gentranskripten zur Umwandlung von Cytosinresten in Uridinreste durch Desaminierung. Dadurch wird z. B. in der mRNA für das Apolipoprotein B in Darmepithelzellen ein CAA-Triplett in ein UAA-Triplett (Stopp-Codon) überführt. Als Folge bildet sich ein verkürztes Protein. Da dieser Prozess in der Leber nicht stattfindet, gibt es zwei Formen des Apolipoproteins B, eine kurze (Darmepithel) und eine lange (Leberzellen), die beide funktionell sind.

Weiterhin können nach der Transkription sowohl die Basen als auch die Zucker modifiziert werden. Dies findet insbesondere bei tRNA-Molekülen statt, wodurch sogenannte seltene Nukleotide entstehen (z. B. 2'-0-Methylribose, 6'-Dimethyladenin, Pseudouridin).

1.2.1.3 Regulation der Transkription

Individuelle Genregulation. Bei Eukaryonten werden die Gene individuell reguliert. Dafür gibt es mehrere genregulatorische Sequenzen, die durch Spacer-DNA auch weit von der Promotorregion entfernt sein können (bis zu einige tausend Nukleotide). Diese DNA-Regionen können Genregulatorproteine binden, welche über entsprechende DNA-Bindungsmotive (Helix-Turn-Helix, Homeodomain, Zink-Finger, leucine zipper, Helix-Loop-Helix, TATA-box binding protein) verfügen. Zusätzlich haben diese Proteine ein Substrat-Bindungsmotiv, welches eine Wechselwirkung mit der RNA-Polymerase II und ihren allgemeinen Transkriptionsfaktoren ermöglicht und damit die Transkription steuern kann. Durch Schleifenbildung der Spacer-DNA werden diese spezifischen regulatorischen Proteine in die Nähe des Promotors gebracht, wo sie als Enhancer (Verstärkung) oder Silencer (Abschwächung) die Aktivität der RNA-Polymerase beeinflussen ( ▶ Abb. 1.14).

Regulation der Transkription bei Eukaryonten

Abb. 1.14 Weit entfernt liegende genregulatorische Sequenzen können Transkriptions-Startkomplexe beeinflussen. Hier dargestellt ist die Wirkung eines Enhancers, der über die Bindung eines Aktivator-Proteins die Transkription fördert. Auf die gleiche Weise können jedoch auch weit entfernte Silencer-Sequenzen die Transkription über Silencer-Proteine hemmen (aus: Poeggel G, Kurzlehrbuch Biologie. Thieme, 2009).

Alternatives Splicing. Das alternative Splicing als Regulationsmöglichkeit der differenziellen Umsetzung der genetischen Information eines Gens wurde weiter oben bereits erläutert.

Methylierung. Die Transkription von Genen kann auch durch den Methylierungsgrad der Cytosinreste von CpG-Inseln (Cytosin-Guanin) reguliert werden.

Je stärker der Methylierungsgrad, desto seltener wird das jeweils hinter der methylierten Region liegende Gen abgelesen. Eukaryonten können durch Methylierung (insbesondere in der Promotorregion) auch Gene, die sie in ihrer weiteren Entwicklung nicht mehr benötigen (= differenzielle Genaktivität, s. u.), permanent inaktivieren.

Solche unterschiedlichen DNA-Methylierungsmuster dienen auch der Identifizierung von väterlichen und mütterlichen Allelen: Während der Embryonalentwicklung wird manchmal vorzugsweise entweder das mütterliche oder das väterliche Allel genutzt. Dasjenige Allel, das nicht verwendet wird, wird oft durch Methylierung inaktiviert. Dadurch erfolgt die Ausprägung phänotypischer Merkmale ausschließlich über das väterliche oder über das mütterliche Allel eines Gens. Dieses Phänomen wird als genomisches Imprinting (genetische Prägung) bezeichnet und führt bei mutativen Veränderungen des gleichen (väterlichen bzw. mütterlichen) Gens zu Unterschieden im Phänotyp.

1.2.1.4 Differenzielle Genaktivität

Während der Ontogenese entwickeln sich Zellen in unterschiedliche Richtungen zu bestimmten Zellphänotypen. Diese Entwicklung ist in der Regel irreversibel. Trotzdem haben die Zellen, bis auf wenige Ausnahmen, noch die volle genetische Information.

Die Gene dieser Zellen werden jedoch in unterschiedlichen Zeitfenstern aktiviert. Gene, die nicht mehr benötigt werden, können entweder irreversibel (durch Methylierung) oder reversibel (durch Regulatorproteine) inaktiviert werden.

Die programmierte zeitliche Abfolge der Aktivität und Abschaltung von Genen wird als differenzielle Genaktivität bezeichnet und ist die Grundlage von Entwicklung und Differenzierung.

Ein Beispiel für differenzielle Genaktivität ist die unterschiedliche Expression menschlicher Hämoglobine in verschiedenen Stadien der Entwicklung.

Differenzielle Aktivität der Hämoglobin-Gene. Während der Evolution sind durch mehrfache Genduplikationen mit nachfolgenden unabhängigen Punktmutationen 6 unterschiedliche Hämoglobin-Gene entstanden, die während der Embryonalentwicklung in unterschiedlichen zeitlichen Mustern exprimiert werden.

Das Hämoglobin von Kindern und Erwachsenen besteht im Wesentlichen aus 2 α- Ketten und 2 β-Ketten (α2β2) und zum geringen Teil aus 2 α-Ketten und 2 δ-Ketten (α2δ2). Das fetale Hämoglobin (HbF) besteht dagegen aus 2 α-Ketten und 2 γ-Ketten (α2γ2) und hat eine deutlich bessere Sauerstoffbindungskapazität. Dies gewährleistet, dass in der Plazenta eine optimale Sauerstoffabgabe vom mütterlichen auf den fetalen Organismus stattfinden kann.

Während der frühen Embryonalentwicklung sind zwei weitere Hämoglobinketten, die ξ-Kette und die ε-Kette an der Hämoglobinbildung beteiligt. Die Gene, die diese unterschiedlichen Hämoglobinketten kodieren, werden in einem bestimmten zeitlichen Muster aktiviert:

Die ξ-Kette und die ε-Kette werden bis zum 3. Embryonalmonat abnehmend produziert.

Parallel dazu beginnt ab dem ersten Embryonalmonat eine ansteigende Produktion der α-Ketten und γ-Ketten. Während die Produktion der α-Ketten ab dem 3. Embryonalmonat ein Plateau erreicht, sinkt die Produktion der γ-Ketten ab dem 6. Entwicklungsmonat wieder ab und wird um den 5. postnatalen Monat eingestellt.

Die Produktion der β-Ketten beginnt um den 2. Embryonalmonat und erreicht ihr Plateau ab dem 7. postembryonalen Monat.

Die Produktion der δ-Ketten beginnt um den 7. Entwicklungsmonat und bleibt auf sehr niedrigem Niveau erhalten.

Diese zeitliche Abfolge der Aktivierung der Hämoglobin-Gene sichert eine optimale, dem jeweiligen Entwicklungsstand angepasste Sauerstoffversorgung des sich entwickelnden Organismus.

1.2.2 RNA-Stabilität

Die mRNA-Stabilität determiniert die Proteinmenge, die ausgehend von einer mRNA-Matritze gebildet werden kann. Die „Halbwertszeit“ der mRNA (die Zeit, in der die Hälfte der mRNA durch neue mRNA ersetzt wird) ist für jedes Protein unterschiedlich und kann von Minuten bis zu mehreren Stunden (sogar Jahren wie in ruhenden Oozyten) reichen.

Diese Stabilität wird einmal durch die CAP-Struktur gewährleistet (Schutz vor Abbau durch Exonukleasen), zum anderen durch die Länge des Poly-A-Schwanzes bewirkt. mRNA ohne Poly-A-Schwanz ist extrem instabil und wird schnell abgebaut. Der Abbau der mRNA erfolgt durch Ribonukleasen und beginnt in der Regel durch langsame Deadenylierung (Abbau des poly-A-Schwanzes), durch PARN, eine Poly-A-spezifische Ribonuklease (3'-5'-Exoribonuklease).

Der Abbau der mRNA kann verzögert werden, wenn die RNA durch Wechselwirkung mit Proteinen oder Nukleinsäuren (z. B. miRNA) maskiert ist.

Die Stabilität der RNA ist auch abhängig von der Basenzusammensetzung des Transkripts.Werden Mutationen eingeführt, kann es zu Änderungen der Stabilität kommen. Beim Nonsense-mediated-RNA-Abbau (NMD oder Nonsense-mediated Decay) erkennt die Zelle Stopcodons, die durch Mutation innerhalb des Open reading Frame (ORF) entstanden sind und initiiert durch die Entfernung der CAP-Struktur den schnellen Abbau dieser mRNA durch 5'-3'-Exonukleasen. Dies führt zu weniger mRNA und damit zu weniger bzw. fehlendem Protein. Dieser Mechanismus kann zu allelischer Heterogenität führen und wurde z. B. für Mutationen im Dystrophin-Gen bei Muskeldystrophie Duchennenachgewiesen.

1.2.3 Mikro-RNAs (miRNA)

Ein sehr komplexer und bisher noch wenig erforschter Weg der Regulation der mRNA-Stabilität und Regulation erfolgt über kleine RNA-Moleküle wie z. B. mikro- RNAs (miRNA) oder small interfering RNAs (siRNAs). Sie bilden mit Proteinen Ribonukleoproteinkomplexe, die sequenzspezifisch die dazugehörige mRNA erkennen und damit die Translation blockieren oder die Transkripte abbauen. Kleine RNA-Moleküle unterscheiden sich auf Grund ihrer Herkunft, d. h. der Lokalisation der entsprechenden DNA-Sequenzen und der Art ihrer Prozessierung.

Zu den mit kleinen RNA-Molekülen interagierenden Proteinen gehören auch Endonukleasen wie z. B. Dicer, die doppelsträngige RNA-Moleküle schneiden sowie ein Ribonukleinproteinkomplex mit der Bezeichnung RISC (für RNA-induced silencing Complex).

Allein die Klasse der miRNAs umfasst beim Menschen mehrere hundert verschiedene Moleküle. Aus experimentellen Daten und bioinformatischen Vorhersagen der Bindungsstellen wird geschätzt, dass mindestens ein Drittel aller menschlichen Gene von miRNAs reguliert werden.

Der Mechanismus der RNA-Interferenz (RNAi) wird in der Forschung zum gezielten Abbau von mRNA genutzt, indem man synthetische siRNA-Moleküle in Zellen einschleust. Diese Moleküle werden in der Zelle vom RISC erkannt und eingebaut. Über die Sequenz der siRNA wird die zugehörige mRNA erkannt und dann vom RISC abgebaut. So könnten in Zukunft krankmachende Gene gezielt ausgeschaltet werden.

Spezifische miRNAs sind in die Kanzerogenese involviert. Eine Aufklärung charakteristischer miRNA-Veränderungen könnte sowohl die Diagnostik als auch die Therapie von Tumoren entscheidend verbessern helfen. In Tierexperimenten gab es erste Erfolge bei der Erforschung und Therapie von Krankheiten (Fettleibigkeit, Diabetes, Durchblutungsstörungen) und bei der Unterdrückung des Tumorwachstums durch den Einsatz von Mikro-RNAs.

1.2.4 Translation

1.2.4.1 Ablauf der Translation

Die Translation erfolgt an den Ribosomen, deren Untereinheiten im Zytoplasma getrennt voneinander vorliegen. Der Translations-Mechanismus wird in Initiation, Elongation und Termination unterteilt.

Der Start erfolgt an einem in eine Erkennungssequenz eingebetteten AUGCodon.

Die Elongation läuft, falls alle benötigten Aminoacyl-tRNA-Moleküle vorhanden sind, bis zum ersten Auftreten eines der drei Stopp-Codons ab.

Die Stopp-Codons sind das Terminationssignal.

Der Bereich zwischen dem Start- und dem Stop-Codon wird als Open reading Frame (ORF) bezeichnet.

Alle drei Prozesse benötigen Proteinfaktoren. Insgesamt wird die Translation bei Eukaryonten durch das Zusammenspiel von mehr als 100 Makromolekülen realisiert.

Initiation der Translation.

Zum Start der Translation bildet sich ein Initiationskomplex, bestehend aus verschiedenen Initiationsproteinen, der mRNA, der kleinen ribosomalen Untereinheit und einer Initiator-tRNA (bei Eukaryonten: Methionyl-tRNA). Die CAP-Struktur wird bei Eukaryonten von der kleinen ribosomalen Untereinheit erkannt. Das erste nachfolgende AUG dient als Translationsstart.

Bei der Bildung des Initiationskomplexes wird die Start-tRNA im P-Bereich (Peptidylbereich) des Ribosoms durch komplementäre Basenpaarung an das AUG der mRNA gebunden. Ist der Initiationskomplex vollständig, kann sich die große ribosomale Untereinheit anlagern und die Translation tritt in die nächste Phase.

Elongation.

Das Ablesen der mRNA erfolgt vom 5'- zum 3'-Ende in Form von Tripletts. Alle nachfolgenden mit Aminosäuren beladenen tRNA-Moleküle ( ▶ Abb. 1.4) binden über entsprechende komplementäre Basenpaarung an das freie Triplett der mRNA im A-Bereich (Akzeptor-Bereich) des Ribosoms ( ▶ Abb. 1.15).

Durch die Peptidyltransferase der großen Untereinheit werden die beiden Aminosäuren des P- und A-Bereiches verknüpft, die tRNA des P-Bereichs (Peptidyl-Bereich) wird über den E-Bereich (Exit-Bereich) freigesetzt und das Ribosom rutscht ein Triplett auf der mRNA weiter (Translokation der mRNA, ▶ Abb. 1.16).

Nun kann die nächste mit einer Aminosäure beladene tRNA mit der passenden Nukleotidsequenz im Anticodon im A-Bereich komplementär an die mRNA binden. Bei der Bindung der tRNA-Moleküle während der Elongation helfen Elongationsfaktoren.

Termination. Die Elongation läuft so lange ab, bis ein Stopp-Codon erreicht wird. Für die Stopp-Codons gibt es keine entsprechenden tRNA-Moleküle, der A-Bereich bleibt also leer. Daraufhin kommt es zur Bindung von Release-Faktoren. Sie stören die Peptidyltransferase, die als Folge H2O an die wachsende Peptidkette transferiert. Das Protein wird freigesetzt und das Ribosom zerfällt in seine Untereinheiten.

Ein Ribosom kurz nach dem Start der Translation.

Abb. 1.15 Der nächste Schritt ist die Bindung einer zweiten Aminoacyl-tRNA im Akzeptor-Bereich.

Die Wobble-Hypothese. Die tRNA findet über ihre Anticodon-Schleife die richtige Position auf der mRNA, sodass die Aminosäure an der richtigen Stelle in das Peptid eingebaut wird. Im Kap. ▶ 1.1 wurde besprochen, dass der genetische Code degeneriert ist, d. h. mehrere verschiedene Codons können eine einzige Aminosäure codieren. Daraus folgt, dass es entweder für eine Aminosäure mehrere tRNA-Moleküle geben muss, oder dass einige tRNA-Moleküle sich mit mehreren Tripletts der mRNA paaren können. Tatsächlich werden beide Mechanismen benutzt. Einerseits gibt es für 21 Aminosäuren 31 tRNA-Moleküle, andererseits sind für die Basenpaarung zwischen einigen tRNA-Molekülen und der mRNA nur die beiden ersten Nucleotide von Bedeutung, eine Mismatch-Paarung (Wobble) im 3. Nucleotid ist möglich. Daher unterscheiden sich viele Tripletts, die die gleiche Aminosäure kodieren, nur im 3. Nukleotid.

1.2.4.2 Aminoacyl-tRNA-Synthetasen

Bis hierher wurde besprochen, wie die Aminosäuren – transportiert von den tRNAs – am Ribosom zu Proteinen miteinander verknüpft werden. Woher weiß aber die jeweilige tRNA, welche Aminosäure sie transportieren muss? Diese Funktion übernimmt eine Gruppe von Enzymen, die Aminoacyl-tRNA-Synthetasen.

Aminoacyl-tRNA-Synthetasen haben bedingt durch ihre Tertiärstruktur zwei Bindungsstellen, eine für eine definierte Aminosäure und eine für die dazugehörige tRNA. So kann immer nur ein zusammenpassendes Paar „Aminosäure und tRNA“ miteinander verknüpft werden ( ▶ Abb. 1.17).

Da es 21 proteinogene Aminosäuren gibt, werden auch 21 verschiedene Aminoacyl- tRNA-Synthetasen benötigt, die bezüglich der Aminosäure eindeutig, bezüglich der tRNA mehrdeutig sind (Degeneriertheit des genetischen Codes). Nach Besetzung der beiden Bindungsstellen verestert das Enzym unter Energieverbrauch die Carbonsäuregruppe der Aminosäure mit einer OH-Gruppe der Ribose am 3'-CCA-Ende. Die Energie dieser Ester-Bindung wird später für die Ausbildung der Peptidbindung genutzt.

1.2.4.3 Posttranslationale Modifikation von Proteinen

Die während der Translation gebildeten Proteine können einerseits bereits funktionell sein, andererseits ist es möglich, dass die Proteine ihre volle Funktionsfähigkeit erst nach einem Reifungsprozess erlangen.

Eventuell wird durch Enzyme (Exo- und Endopeptidasen) das Protein zerlegt, wodurch z. B. inaktive Proenzyme aktiviert werden oder Prähormone in aktive Hormone umgewandelt werden (z. B. Proinsulin in das aktive Insulin überführt wird). Die im exokrinen Pankreas synthetisierten Verdauungsenzyme werden alle als inaktive Vorstufen gebildet und erst nach ihrer Ausschüttung in das Duodenum vor Ort durch proteolytische Spaltung aktiviert.

Aminoacyl-tRNASynthetasen verknüpfen die Aminosäuren mit der passenden tRNA.

Abb. 1.17 Dabei ist jede Synthetase spezifisch für eine Aminosäure und für eine oder mehrere dazu passenden tRNAs.

Andere Proteine müssen mit funktionellen Gruppen versehen werden, bevor sie ihre Funktion erfüllen können.

Phosphorylierung. Die Phosphorylierung von Proteinen wird durch Proteinkinasen an Serin-, Threonin- oder Tyrosinresten durchgeführt. Phosphorylierung und Dephosphorylierung regulieren oder beeinflussen nahezu alle biologischen Abläufe, von metabolischen Prozessen über die Verarbeitung hormoneller Signale bis hin zur Regulation der Genexpression, der Wachstumskontrolle und der Informationsverarbeitung. Durch Phosphorylierung und Dephosphorylierung eines Proteins entstehen zwei verschiedene Funktionszustände, zwischen denen umgeschaltet werden kann. Das menschliche Genom kodiert für mehr als 500 verschiedene Kinasen, die diese vielfältigen Prozesse steuern.

Acetylierung und Methylierung. Das Anhängen von Acetylresten oder Methylgruppen dient ebenfalls der posttranslationalen Modifizierung von Proteinen. Die gegensätzlichen Aktivitäten von Histon-Acetyltransferasen sowie der Histondeacetylasen kontrollieren z. B. das Ausmaß der Histonacetylierung. Die Methylierung von Proteinen erfolgt durch Methyltransferasen an Argininresten. An Histonen hat man viele Stellen identifiziert, die acetyliert und methyliert werden können. Die Art und Position dieser chemischen Gruppen definieren möglicherweise einen „Histon-Code“, der Signale für das Anschalten und für das Abschalten eines Gens liefert.

Weitere Modifikationen. Andere posttranslationale Modifikationen, die häufig im Golgi-Apparat der Zelle durchgeführt werden, aber auch im Zytoplasma oder anderen Zellorganellen stattfinden können, sind:

Sulfatierung: Anhängen von Sulfatgruppen an Tyrosinreste, Bildung schwefelhaltiger Glykoproteine und Proteoglykane, die z. B. im Schleim enthalten sind.

Acylierung: Anhängen von Fettsäuren (z. B. Meristylierung) zur Bildung von Lipoproteinen, die als Membrananker fungieren.

O-Glykosylierung an Serin, Threonin und Hydroxylysin: Anhängen von Zuckermolekülen an Proteine im Golgi-Apparat.

Hydroxylierung: Anhängen von Hydroxylgruppen an Prolin- und Lysinreste (wichtig bei der Kollagenbildung).

Adenylierung (= Addition von AMP) oder Uridylierung (Addition von UMP) können die Aktivität von Proteinen beeinflussen (z. B. der Glutaminsynthetase).

Jodinierung von Tyrosin: Bildung der aktiven Schilddrüsenhormone.

1.2.4.4 Translation am rauen ER und cotranslationale N-Glykosylierung

Während der Translation werden Proteine gebildet, die sowohl für den Eigenbedarf der Zelle, als auch für den Export bestimmt sind. Proteine für den Export, für Lysosomen und integrale Membranproteine müssen an Ribosomen des endoplasmatischen Retikulums gebildet werden, da sie spezifisch modifiziert bzw. schon während ihrer Synthese in die Membran eingebaut werden. Andere Proteine müssen in Mitochondrien, den Zellkern oder Peroxisomen gelangen.

Wie entscheidet die Zelle, welches Protein wohin gehört?

Signalsequenzen aus Aminosäuren, die sogenannte Signalpeptide oder Signalbereiche bilden, regulieren den Transport von Proteinen in der Zelle. Diese Sortiersignale eines Proteins sind also in seiner Aminosäuresequenz verschlüsselt und zwischen 15 und 60 Aminosäuren lang ( ▶ Abb. 1.18).

Signalstrukturen von Proteinen.

Abb. 1.18a Signalpeptid. b Signalbereich. (aus: Poeggel G, Kurzlehrbuch Biologie. Thieme 2009)

Translokation der Ribosomen zum ER. Die Translation beginnt immer an freien Ribosomen. Daher muss es ein Signal geben, welches das entstehende Protein als ein Protein für die Synthese am ER kennzeichnet.

Dieses Signal ist ein Segment von acht oder mehr hydrophoben Aminosäuren am N-Terminus des Proteins. Signalerkennungspartikel (SRP, Docking Protein) binden an eine solche Signalpeptidsequenz des entstehenden Proteins und blockieren vorerst die weitere Translation. Die Signalerkennungspartikel binden an SRP-Rezeptoren der ER-Membran, die wiederum mit Tunnelproteinen assoziiert sind (Ribophorine, Rezeptor-Tunnelprotein-Komplexe) und fädeln die Signalsequenz in den Tunnel ein. Diese Sequenz ist das Signal für den Transfer-Start. Das SRP löst sich ab, die Proteinsynthese wird jetzt fortgesetzt, wobei das sich bildende Protein gleich in Form einer Schleife in das Lumen des ER eingefädelt wird ( ▶ Abb. 1.19). Die Signalsequenz wird nach Fertigstellung des Proteins durch eine Signalpeptidase abgespalten.

Transmembranproteine. Sollen Proteine in die Membran eingebaut werden (transmembranöse Proteine), dienen wiederum Signalsequenzen für den Stopp des Transfers (Transfer-Stopp). Durch mehrere aufeinanderfolgende Transfer- Start- und Transfer-Stopp-Signale kann ein Protein schon während seiner Bildung mehrfach durch die Membran gefädelt werden.

Translokation der Ribosomen zum ER und Einfädeln der sich bildenden Peptidkette.

Abb. 1.19 (aus: Königshoff M, Brandenburger T, Kurzlehrbuch Biochemie. Thieme, 2004)

Glykosylierung. Die Glykosylierung der Proteine erfolgt cotranslational schon während ihrer Synthese und des Transfers in das ER-Lumen. Ein an einem Lipidanker (Dolichol) vorgefertigter Kohlenhydratbaum aus 14 Zuckern wird im ER-Lumen in einem Schritt auf Asparagin-Seitenketten des sich bildenden Proteins übertragen (N-Glykosylierung). Welche Asparaginseitenketten glykosyliert werden, hängt von der benachbarten Aminosäuresequenz ab. Noch im ER wird dieser Kohlenhydratbaum modifiziert.

Der bereits im ER modifizierte Kohlenhydratbaum wird weiter verändert (Zucker werden entfernt und neu angehängt) und eventuell wird im Golgi-Apparat erneut glykosyliert (O-Glykosylierung). Dadurch entstehen Glykoproteine und Glykolipide, die später mit ihren spezifischen Kohlenhydratstrukturen die Glykocalyx der Zelle bilden.

Disulfidketten. Die Bildung von Disulfidbrücken zwischen Cystein-Seitenketten erfolgt ebenfalls bereits im ER.

Chaperone.

Chaperone kontrollieren die korrekte Ausbildung der Tertiärstruktur der sich bildenden Proteine. Die Tertiärstruktur selbst ist natürlich in der Primärstruktur der Proteine verschlüsselt, Chaperone machen den Faltungsprozess jedoch zuverlässiger, indem sie die energetisch günstigsten Faltungswege unterstützen.

Bei einigen Proteinen geschieht dies schon während der Synthese des Proteins. Gelingt es den Chaperonen nicht, ein Protein in seine funktionelle Tertiärstruktur zu falten, wird ein Export aus dem ER verhindert, selbst wenn die Funktion möglicherweise kaum beeinträchtigt wäre.

Die Cystische Fibroseberuht auf einer Mutation, die die Faltung eines Proteins leicht beeinflusst, obwohl die Funktion des Proteins noch vorhanden sein könnte. Dies wird von den Zellen jedoch nicht geprüft. Da sich das Protein fehlfaltet, wird es im ER wieder abgebaut, mit schweren Konsequenzen für den Betroffenen.

1.2.4.5 Regulation der Translation

Wird eine große Menge eines Genprodukts benötigt, kann dies entweder durch eine hohe Transkriptionsrate oder durch eine besondere Stabilität der mRNA und eine hohe Translationsrate erreicht werden.

Es gibt verschiedene Mechanismen zur Kontrolle der Translation:

Transportkontrolle. Ein einfacher Mechanismus ist eine Transportkontrolle der reifen mRNA aus dem Zellkern heraus. Dieser Mechanismus funktioniert nur bei Eukaryonten. Nur die mRNA, die in das Zytoplasma transportiert wird, kann auch translatiert werden.

Ribosomenzahl. Eine weitere Möglichkeit der Kontrolle besteht in der Anzahl an Ribosomen, welche für die Translation zur Verfügung gestellt werden. Da bei der Translation Polysomen gebildet werden (ein mRNA-Molekül wird von mehreren Ribosomen abgelesen), beeinflusst die Zahl der Ribosomen auch die Anzahl der an einem mRNA-Molekül hergestellten Proteine.

Translationsfaktoren. Der Start der Translation kann über eine Reihe von Initiationsfaktoren, die an die kleine ribosomale Untereinheit binden und über das Vorhandensein der Start-t-RNA (Methionyl-tRNA) kontrolliert werden. Für die Fortführung der Translation (Elongation) wird (neben den mit Aminosäuren beladenen t-RNA-Molekülen) eine Reihe von Elongationsfaktoren benötigt. Ist die Konzentration dieser Faktoren in der Zelle zu niedrig, können der Translationsstart oder die Elongation verlangsamt bzw. verhindert werden.

mRNA-Lokalisation. Die Lokalisation der mRNA an bestimmten Stellen des Zytoplasmas führt dazu, dass die entsprechenden kodierten Proteine nur an einer ganz bestimmten Position in der Zelle gebildet werden. Diese mRNA-Lokalisation wird über regulatorische Proteine, die an bestimmte Elemente der mRNA (meist in der 3'-UTR) gebunden sind, vermittelt. Der Transport aus dem Zellkern zu einem bestimmten Ziel im Zytoplasma sowie die Fixierung der mRNA an bestimmten Stellen des Zytoplasmas erfolgt über Elemente des Zytoskeletts.

Regulation durch UTRs (Untranslated Regions). Die eukaryontische mRNA enthält neben den Nukleotidsequenzen, die für das Protein kodieren (ORF: Open Reading Frame), sowohl am 5'-Ende als auch am 3'-Ende Sequenzen, die regulatorische Strukturmotive bilden ( ▶ Abb. 1.20).

Kurze ORFs, die sich upstream in der 5'-UTR befinden, können die Produktion des eigentlichen Proteins verhindern oder verringern. Dabei kann die Translation zwar starten, es wird jedoch nur das kurze ORF gelesen und die Translation bricht bereits vor Erreichen der eigentlich zu translatierenden Region wieder ab.

Die 5'-UTRs der mRNA können sehr stabile Sekundärstrukturen (Stem-Loops) bilden. Zur Regulation können spezifische Proteine an diese Strukturmotive binden, wodurch die Translation blockiert wird (vgl. miRNA).

Sequenzmotive in der 3'-UTR der mRNA können ein sogenanntes zytoplasmatisches Polyadenylierungselement enthalten. Daran binden spezifische Proteine im Zytoplasma und führen eine Adenylierung durch. Dieses wiederum kann die Translation auslösen und die mRNA stabilisieren. Diese Form der Polyadenylierung ist unabhängig von der Polyadenylierung im Zellkern während der Transkription.

Stem-loops in der 3'-Region können durch die Bindung von Proteinen ebenfalls die mRNA stabilisieren und vor dem Abbau schützen.

Regulatorische Sequenzen der mRNA.

Abb. 1.20

IRES. Für den Translationsstart ist bei Eukaryonten normalerweise das Vorhandensein der CAP-Struktur wichtig. Komplexe Sekundärstrukturen, die sich innerhalb der 5'-UTR in der Nähe des Startcodons befinden, sogenannte Internal Ribosome Entry Sites (IRES), können jedoch den Translationsstart unabhängig von der CAP-Struktur ermöglichen. Diesen Mechanismus nutzen bestimmte Viren für die Translation ihrer RNA aus.

Regulation der Eisenaufnahme. Ein Beispiel der Translationsregulation über regulatorische Proteine, die an Stem-loops binden, ist die Regulation der Eisenaufnahme in die Zelle durch die zytosolische Aconitase. Eisen wird in der Zelle in einem Bindungsprotein (Ferritin) gespeichert und kann nur über ein Transportprotein (Transferrin