Leitsymptome bei Papageien und Sittichen E-Book

Michael Pees

• Herausgeber: Enke
• Kategorie: Fachliteratur
• Serie: Kleintier konkret
• Sprache: Deutsch

Seitenzahl: 520

Veröffentlichungsjahr: 2011

Beschreibung

Der Wellensittich frisst nicht, der Graupapagei zeigt Kreisbewegungen, der Ara hat einen kahlen Bauch. Wie finden Sie bei solch unspezifischen Symptomen die Ursache der Erkrankung? Ganz einfach: mit einem roten Faden. Dieses Buch führt Sie vom Leitsymptom über die sichere Diagnose bis zur Therapie: - übersichtliche Fließdiagramme für jedes Leitsymptom - Allgemeinuntersuchung, bildgebende Diagnostik und Labordiagnostik mit praktischen Anleitungen - Erkrankungsteil mit ausgewähltem Bildmaterial - ausführliches Medikamentenverzeichnis So sind Sie gerüstet für den gefiederten Patienten. Unter Mitarbeit von Cornelia Christen, Werner Lantermann, Michael Lierz, Andrea Steinmetz, Gabriele Stelzer und Jens Uwe Straub. NEU: Jetzt auch mit den Leitsymptomen "Verhaltensstörung" und "Augenveränderung".

Leseprobe

Herausgegeben von Michael Pees

Leitsymptome bei Papageien und Sittichen

Diagnostischer Leitfaden und Therapie

Unter Mitarbeit vonCornelia ChristenGabriele GroeneveldWerner LantermannMichael LierzAndrea SteinmetzJens Uwe Straub

2., überarbeitete und erweiterte Auflage

318 Abbildungen55 Tabellen

Enke Verlag · Stuttgart

Bibliografische Informationder Deutschen Nationalbibliothek

Die Deutsche Nationalbibliothek verzeichnet diese Publikation in der Deutschen Nationalbibliografie; detaillierte bibliografische Daten sind im Internet über http://dnb.d-nb.de abrufbar.

Anschrift des Autors:

PD Dr. Michael Pees

Universität Leipzig

Klinik für Vögel und Reptilien

An den Tierkliniken 17

04103 Leipzig

1. Auflage 2004

© 2011 Enke Verlag in

MVS Medizinverlage Stuttgart GmbH & Co. KG

Oswald-Hesse-Str. 50, 70469 Stuttgart

Unsere Homepage: www.enke.de

Eine Veröffentlichung der Redaktion der Zeitschrift kleintier konkret

Umschlaggestaltung: Thieme Verlagsgruppe

Umschlagfoto: Yvonne Lantermann, Oberhausen

eISBN: 978-3-8304-1187-1

Wichtiger Hinweis: Wie jede Wissenschaft ist die Medizin ständigen Entwicklungen unterworfen. Forschung und klinische Erfahrung erweitern unsere Erkenntnisse, insbesondere was Behandlung und medikamentöse Therapie anbelangt. Soweit in diesem Werk eine Dosierung oder eine Applikation erwähnt wird, darf der Leser zwar darauf vertrauen, dass Autoren, Herausgeber und Verlag große Sorgfalt darauf verwandt haben, dass diese Angabe dem Wissensstand bei Fertigstellung des Werkes entspricht.

Für Angaben über Dosierungsanweisungen und Applikationsformen kann vom Verlag jedoch keine Gewähr übernommen werden. Jeder Benutzer istangehalten, durch sorgfältige Prüfung der Beipackzettel der verwendeten Präparate und gegebenenfalls nach Konsultation eines Spezialisten festzustellen, ob die dort gegebene Empfehlung für Dosierungen oder die Beachtung von Kontraindikationen gegenüber der Angabe in diesem Buch abweicht. Eine solche Prüfung ist besonders wichtig bei selten verwendeten Präparaten oder solchen, die neu auf den Markt gebracht worden sind. Jede Dosierung oder Applikation erfolgt auf eigeneGefahr des Benutzers. Autoren und Verlag appellieren an jeden Benutzer, ihm etwa auffallende Ungenauigkeiten dem Verlag mitzuteilen.

Geschützte Warennamen (Warenzeichen) werden nicht besonders kenntlich gemacht. Aus dem Fehlen eines solchen Hinweises kann also nicht geschlossen werden, dass es sich um einen freien Warennamen handelt.

Das Werk, einschließlich aller seiner Teile, ist urheberrechtlich geschützt. Jede Verwertung außerhalb der engen Grenzen des Urheberrechtsgesetzes ist ohne Zustimmung des Verlags unzulässig und strafbar. Das gilt insbesondere für Vervielfältigungen, Übersetzungen, Mikroverfilmungen und die Einspeicherung und Verarbeitung in elektronischen Systemen.

Vorwort zur 2. Auflage

Sechs Jahre sind seit der ersten Auflage dieses Buches vergangen – eigentlich eine relativ kurze Zeitspanne, in der sich auf den ersten Blick nicht allzu viel geändert hat. Schnell hat sich aber gezeigt, dass der erste Satz zum Vorwort der ersten Auflage immer noch Aktualität hat – die Erkenntnisse im Bereich der Ziervogelmedizin haben sich wiederum erheblich erweitert. Dies betrifft aktuelle Erkrankungen wie die Proventricular Dilatation Disease (PDD), aber auch den Einsatz neuerer Therapeutika. Dazu wurden viele Anregungen und Rezensionen zur ersten Auflage ausgewertet und Ideen aufgegriffen. Entsprechend fiel die Entscheidung, dieses Buch in der 2. Auflage zu erweitern, inhaltlich zu überarbeiten sowie teilweise neu zu strukturieren. Zwei neue, wichtige Leitsymptome sind dazugekommen: die Augenveränderungen sowie die Verhaltensstörungen. Zudem wurden Kapitel zur Propädeutik und zur Anästhesie ergänzt. Dem bewährten Grundschema der praxisorientierten Darstellung sind wir aber wie in der ersten Auflage treu geblieben. Die Rückmeldungen aus der Praxis haben uns in diesem Konzept bestätigt und wir hoffen, auch mit dieser erweiterten Auflage wieder einen Beitrag zur effektiven Diagnostik und Therapie der Papageienvögel leisten zu können.

An dieser Stelle danken wir auch den Kollegen, die uns durch Rückmeldungen, Anregungen, Bildmaterial oder Korrekturarbeiten geholfen haben. Dem Enke Verlag danken wir für die nun schon mehrjährige hervorragende Betreuung und die großzügige Unterstützung bei der Planung und Realisierung dieser 2. Auflage – immerhin ist mit den Themen auch der Umfang erheblich gewachsen. Besonders erwähnen möchten wir Frau Dr. Ulrike Arnold, außerdem Frau Dr. Heike Degenhardt, Frau Gesina Cramer für das Projektmanagement und Frau Dr. Jennifer Nehls für die akribische Kleinarbeit im Lektorat.

Wie auch in der ersten Auflage wünschen wir uns, dass Ihnen das Buch eine tägliche Hilfe ist und wir weiterhin Anregungen und Kritik bekommen.

Leipzig, Düsseldorf, Gießen, Oberhausen

im Sommer 2010

Die Autoren

Vorwort zur 1. Auflage

Die wissenschaftlichen Erkenntnisse im Bereich der Ziervogelmedizin sind in den letzten Jahren sprunghaft angestiegen. Dadurch haben sich auch die diagnostischen und therapeutischen Möglichkeiten vervielfältigt. Gleichzeitig erwarten die Vogelhalter zunehmend eine kompetente und zielgerichtete tierärztliche Betreuung.

Aus der Notwendigkeit heraus, diesen enormen Wissenszuwachs praxisorientiert aufzuarbeiten, entstand die Idee zu diesem Buch. Deshalb haben wir für die häufigsten präsentierten Symptome jeweils ein Grundschema zur Untersuchung aufgestellt, um daran die nach unseren Erfahrungen sinnvollsten Herangehensweisen an die Diagnosestellung zu schildern. Der Praxisrelevanz wird dabei höchste Priorität gegeben; auf wissenschaftlich-theoretische Grundlagen sind wir, soweit sie zum Verständnis der Erkrankungen nötig sind, eingegangen. Besonderer Wert wird weiterhin darauf gelegt, die praktische Anwendung der weiterführenden Diagnostik zu beschreiben.

Darüber hinaus werden die Erkrankungen in sich geschlossen von der Ätiologie über die Diagnostik bis hin zu gezielten Therapie besprochen, um auch ein gezieltes Nachschlagen zu bestimmten Themen zu ermöglichen.

Folgenden Kollegen möchten wir für die gewährte Unterstützung bei der Erstellung dieses Buches herzlich danken: Dr. Frank Enders, Prof. Hafez Mohammed Hafez, PD Dr. Jean-Michel Hatt, Herrn Ingmar Keifer, Prof. Maria-Elisabeth Krautwald-Junghanns, Dr. Eberhard Ludewig und Herrn Volker Schmidt.

Nicht zuletzt gilt unser Dank dem Enke Verlag, insbesondere Frau Dr. Ulrike Arnold, Frau Sigrid Unterberg und Frau Dr. Christine Waage. Deren tatkräftige Unterstützung, angefangen von der Idee über die Ausgestaltung bis hin zur Fertigstellung, hat dieses Buch überhaupt erst möglich gemacht. Die Autoren wünschen den Lesern dieses Buches, dass es ihnen eine praktische Hilfe sein möge, und bitten ausdrücklich um Kritik oder Anregungen.

Leipzig, Berlin, Düsseldorf, Zürich

im Winter 2003

Die Autoren

Inhaltsverzeichnis

Teil I Allgemeinuntersuchung

1 Anamnese

Michael Pees, Gabriele Groeneveld

1.1 Allgemeines

1.2 Signalement

1.3 Allgemeine Anamnese

1.4 Spezielle Anamnese

2 Klinische Untersuchung

Cornelia Christen

2.1 Adspektion

2.1.1 Allgemeinzustand

2.1.2 Atmung in Ruhe

2.2 Untersuchungsgang

2.2.1 Fangen und Fixieren des Vogels

2.2.2 Ernährungszustand

2.2.3 Hydratationszustand

2.2.4 Federn, Haut, Hautanhangsgebilde

2.2.5 Auge

2.2.6 Nase, Wachshaut, Nasennebenhöhlen

2.2.7 Schnabelhöhle

2.2.8 Ohren

2.2.9 Kropf, Ösophagus

2.2.10 Kaudale Leibeshöhle („Abdomen“)

2.2.11 Kloake

2.2.12 Extremitäten

2.3 Erholungszeit

Teil II Medikamentenapplikation und Narkose

3 Applikationstechniken

Michael Pees

3.1 Applikationstechniken

3.1.1 Applikation in den Schnabel (oral)

3.1.2 Applikation in den Kropf

3.1.3 Intramuskuläre Applikation

3.1.4 Subkutane Applikation

3.1.5 Intravenöse Applikation

3.1.6 Intraossäre Applikation

3.1.7 Inhalation

3.1.8 Lokale Applikationen

4 Narkose

Michael Pees

4.1.1 Ausrüstung und Anwendung

4.1.2 Durchführung und Kontrolle

4.1.3 Zwischenfälle

4.1.4 Nachsorge

Teil III Leitsymptome, Diagnostik und Therapie

5 Dyspnoe

Michael Pees

5.1 Allgemeines

5.2 Sofortmaßnahmen

5.3 Wichtige Ursachen

5.4 Diagnostischer Leitfaden: Dyspnoe

5.5 Erkrankungen

Schimmelpilzmykose („Aspergillose“)

Bakterielle/Hefepilzinfektionen, Sinusitis

Psittakose (Papageienkrankheit)

Mykoplasmose

Virale Atemwegerkrankungen

Hypovitaminose A

Fremdkörper-/Futteraspiration

Abszesse/Granulome/Tumoren

Luftsacküberdehnung/-ruptur

6 Würgen, „Erbrechen“

Michael Pees

6.1 Allgemeines

6.2 Sofortmaßnahmen

6.3 Wichtige Ursachen

6.4 Diagnostischer Leitfaden: Würgen und Erbrechen

6.5 Erkrankungen

Bakterielle/mykotische Infektion

Trichomonadose

Kropfstase/-dilatation/-verstopfung

Kropfverbrennung („crop burning“)

Verletzung, Kropfwandperforation, Fistel

Fremdkörper

Obstruktion, Striktur, Tumor, Abszess

7 Kot-/Harnveränderung

Michael Pees

7.1 Allgemeines

7.2 Sofortmaßnahmen

7.3 Wichtige Ursachen

7.4 Diagnostischer Leitfaden: Kot-/Hautveränderungen

7.5 Erkrankungen

Parasitäre Infektionen

Bakterielle Infektionen

Mykotische Infektionen

Macrorhabdiose

Herpes- und andere Virusinfektionen

Proventricular Dilatation Disease (PDD)

Pankreasinsuffizienz/Pankreatitis

Fremdkörper

Trauma/Verletzung

Darm-/Kloakenatonie

Polyurie, bedingt durch hormonelle Störungen

8 Störung des Bewegungsapparats(inklusive der Ständer und der Krallen)

Michael Lierz

8.1 Allgemeines

8.2 Sofortmaßnahmen

8.3 Wichtige Ursachen

8.4 Diagnostischer Leitfaden: Störung des Bewegungsapparats

8.5 Erkrankungen

Pododermatitis („bumble foot“)

Trauma/Verletzung/Krallenabriss

Luxationen, Bänderrisse, Sehnenrisse

Krallenwachstumsstörung

Bein- und Zehenfehlstellung

Eingewachsener Ring

„Constricted toe syndrome“

Rachitis

Gicht

Tumoren

Knochen-/Gelenkinfektionen

Salmonellose

Tuberkulose

Mykoplasmen

Frakturen

Spezielle Frakturen

9 Neurologische Ausfallerscheinung

Michael Pees

9.1 Allgemeines

9.2 Sofortmaßnahmen

9.3 Wichtige Ursachen

9.4 Diagnostischer Leitfaden: Neurologische Ausfallerscheinungen

9.5 Erkrankungen

Bakterielle/mykotische Infektion oder Schädigung, Otitis

Paramyxovirusinfektion

Leberschaden, hepatoenzephales Syndrom

Kalziummangel, Vitamin-D3-Mangel, Hypokalzämie-Syndrom

Vitamin-B-, -E-, Selenmangel

Hypoglykämie

Trauma

Vergiftung

Atherosklerose, Durchblutungsstörungen

Tumoren des Nervensystems, der Nieren und Gonaden

10 Gefieder- und Hautveränderung

Michael Pees

10.1 Allgemeines

10.2 Sofortmaßnahmen

10.3 Wichtige Ursachen

10.4 Diagnostischer Leitfaden: Gefieder- und Hautveränderung

10.5 Erkrankungen

Hautschäden mit bakterieller/mykotischer Beteiligung (Dermatitiden)

Circovirusinfektion (Psittacine Beak and Feather Disease, PBFD)

Polyomavirusinfektion

Pockenvirusinfektion

„Papillomatose“

Parasitär bedingte Haut-/Federschäden

Hautverletzungen

Iatrogen bedingte Haut-/Federschäden

Mangel-/Fehlernährung

Leber-/Nierenschaden

Hormonelle Störungen

Genetische Federschäden

Federbalgzysten

Xanthomatose

Tumoren der Haut

Bürzeldrüsenveränderungen

11 Schnabel-/Wachshautveränderung

Cornelia Christen

11.1 Allgemeines

11.2 Sofortmaßnahmen

11.3 Wichtige Ursachen

11.4 Diagnostischer Leitfaden: Schnabel-/Wachshautveränderung

11.5 Erkrankungen

Übermäßiges Schnabelwachstum/unzureichende Abnutzung

Schnabelfehlstellungen

Frakturen

Infektionen des Schnabels

Wachshauthyperplasie

Knemidokoptesräude

Tumoren im Schnabelbereich

12 Augenveränderung

Michael Pees, Andrea Steinmetz

12.1 Allgemeines

12.2 Sofortmaßnahmen

12.3 Wichtige Ursachen

12.4 Diagnostischer Leitfaden: Augenveränderung

12.5 Erkrankungen

Bakterielle/mykotische Infektion (Konjunktivitis, Keratitis, Uveitis)

Virale Infektion

Trauma, Fremdkörper

Katarakt

Glaukom

Zubildung (Neoplasie)/Exophthalmus

Technopathien

Erbfehler

13 „Geschwollener Bauch“

Michael Pees

13.1 Allgemeines

13.2 Sofortmaßnahmen

13.3 Wichtige Ursachen

13.4 Diagnostischer Leitfaden: Geschwollener Bauch

13.5 Erkrankungen

(Eidotter-) Peritonitis

Bauchwandhernie/Bindegewebsschwäche

Fettleber

Obstipation, Ileus

Kreislaufstörung (Aszites, Herzinsuffizienz)

Legenot/„Schichteier“

Ovarialzysten

Tumoren

14 Umfangsvermehrung

Michael Pees, Gabriele Groeneveld

14.1 Allgemeines

14.2 Wichtige Ursachen

14.3 Diagnostischer Leitfaden: Umfangsvermehrung

14.4 Erkrankungen

Abszess

Adipositas (Fettsucht)

Schilddrüsenhyperplasie (Jodmangel, Hypothyreose)

Lipom

Tumoren (allgemein)

15 Verhaltensstörung

Werner Lantermann, Michael Pees

15.1 Allgemeines

15.2 Sofortmaßnahmen

15.3 Wichtige Ursachen

15.4 Diagnostischer Leitfaden

15.5 Erkrankungen

Bewegungsstereotypien

„Sprechen“ und Nachahmen

Aggressionsverhalten

Dauerschreien

Federrupfen, Automutilation

„Dauerleger“

„Dauerfüttern“

15.6 Therapie

Behandlung der psychischen Schädigung

Behandlung der physischen Schädigung

16 Notfall/Schock

Michael Pees

16.1 Sofortmaßnahmen

17 Unspezifische Symptomatik

Michael Pees

17.1 Allgemeines

17.2 Sofortmaßnahmen

17.3 Mögliche Ursachen

17.4 Diagnostischer Leitfaden

Teil IV Weiterführende Untersuchungen

18 Bildgebende Diagnostik

Michael Lierz, Michael Pees

18.1 Röntgendiagnostik

Michael Pees

18.1.1 Allgemeines

18.1.2 Technische Voraussetzungen

18.1.3 Lagerung und Durchführung

18.1.4 Beurteilung

18.1.5 Kontrastmitteluntersuchung des Magen-Darm-Traktes

18.1.6 Röntgenaufnahmen

18.2 Endoskopische Diagnostik

Michael Lierz

18.2.1 Allgemeines

18.2.2 Technische Voraussetzungen

18.2.3 Lagerung des Patienten und Durchführung

18.2.4 Geschlechtsbestimmung und Organdarstellung

18.2.5 Endoskopisch geleitete Biopsien und Operationen

18.2.6 Kontraindikationen und Komplikationen

18.3 Ultraschalldiagnostik

Michael Pees

18.3.1 Allgemeines

18.3.2 Technische Voraussetzungen

18.3.3 Lagerung und Durchführung

18.3.4 Physiologische Organdarstellungen

18.3.5 Ultraschallaufnahmen

19 Klinische Labordiagnostik

Cornelia Christen, Michael Pees, Gabriele Groeneveld, Jens Straub

19.1 Mikrobiologische und parasitologische Diagnostik

Jens Straub

19.1.1 Allgemeines

19.1.2 Routinemäßig durchgeführte mikrobiologische und parasitologische Untersuchungen

Tupferproben von Rachen, Kropf und Kloake

Kropfspülprobe

Tupferproben von Nasenöffnung, Choane und Trachea

Tupferproben vom Auge

Hautgeschabsel/Tupferproben von der Haut

Der sogenannte „Dreifachtupfer“

Aspirate

Federproben

Kotproben

19.2 Blutuntersuchung

Cornelia Christen, Michael Pees, Gabriele Groeneveld

19.2.1 Blutentnahme

Michael Pees, Gabriele Groeneveld

Punktionsstellen

19.2.2 Hämatologie

Gabriele Groeneveld

19.2.3 Blutchemische Parameter

Cornelia Christen

Totalprotein (TP)

Enzyme

Elektrolyte

Schwermetalle

Sonstige Blutwerte

Teil V Anhang

20 Medikamentenverzeichnis

Michael Pees

21 Adressen und Literatur

22 Abbildungsnachweis

23 Sachverzeichnis

Autorenverzeichnis

Dr. Cornelia Christen, Dipl ECZM (Avian)

Kleintierpraxis Zentrum

Bahnhofstraße 38

8305 Dietlikon

Schweiz

Werner Lantermann

Drostenkampstraße 15

46147 Oberhausen

Prof. Dr. Michael Lierz, Dipl ECZM (Cons)

Klinik für Vögel, Reptilien, Amphibien und Fische

Justus-Liebig-Universität Gießen

Frankfurter Str. 91-93

35392 Gießen

PD Dr. Michael Pees

Dipl ECZM (avian & herp)

Universität Leipzig

Klinik für Vögel und Reptilien

An den Tierkliniken 17

04103 Leipzig

Dr. Andrea Steinmetz

Universität Leipzig

Klinik für Vögel und Reptilien

An den Tierkliniken 17

04103 Leipzig

Dr. Gabriele Groeneveld

Kantstr. 24

04275 Leipzig

Dr. Jens Uwe Straub

Tierärztliche Klinik in Düsseldorf

Münsterstraße 359

40470 Düsseldorf

Zeichenerklärung

Graupapagei

Wellensittich

Zoonose

Verweis auf das Medikamentenverzeichnis im Anhang, hier Medikament Nr. 124

Teil I Allgemeinuntersuchung

1 Anamnese

1.1 Allgemeines

1.2 Signalement

1.3 Allgemeine Anamnese

1.4 Spezielle Anamnese

2 Klinische Untersuchung

2.1 Adspektion

2.2 Untersuchungsgang

2.3 Erholungszeit

1 Anamnese

Michael Pees, Gabriele Groeneveld

1.1 Allgemeines

Vögel versuchen grundsätzlich, nach außen so lange wie möglich unauffällig und gesund zu wirken. So sichern sie ihre Position in der Gruppe und ihr Überleben in der Wildbahn, denn kranke Tiere sind vorrangige Ziele und Opfer von Raubtieren. Das bringt die Tierärzte in die undankbare Lage, die Vogelpatienten erst in einem schon weit fortgeschrittenen Krankheitsstadium und dann häufig mit unspezifischen Symptomen vorgestellt zu bekommen. Deshalb ist die genaueste Erfragung des Vorberichts sehr wichtig. Im Gespräch können auch Managementprobleme erkannt und die Kompetenz des Vogelhalters (in Hinblick auf Mitarbeit und Durchführung therapeutischer Maßnahmen) kann richtig eingeschätzt werden.

1.2 Signalement

Spezies

Alter

Geschlecht

Kennzeichnung

Körpermasse

Die Bestimmung, um welche Papageienart es sich handelt, ist wichtig, da Papageien eine sehr heterogene und über viele Kontinente verteilte Ordnung darstellen und sich hinsichtlich Haltung und Fütterung teilweise deutlich voneinander unterscheiden. Außerdem zeigen einige Spezies Prädispositionen für bestimmte Erkrankungen (Tab. 1.1).

Eine Altersbestimmung bei Papageien ist meist schwierig, aber für die Ausprägung bestimmter Krankheitsbilder hilfreich. So leiden Jungpapageien häufig an Rachitis, Hefepilzinfektionen, Parasiten, Fremdkörpern (unter anderem bei Haltung auf Sägespänen) sowie bei Handaufzuchten unter Kropfverletzungen (eventuell mit Fistelbildung). Bei älteren Vögeln sind Gefäßerkrankungen und neoplastische sowie degenerative Veränderungen häufig. Der Ring, das Erwerbsdatum, typische Gefiederzeichnungen (Wellenmuster beim Wellensittich) oder Irisfärbungen (z. B. graue Iris bei jungen, gelbliche bei älteren [>1 Jahr] Graupapageien) können bei der Schätzung des Alters hilfreich sein.

Tab. 1.1 Häufig vorkommende Erkrankungen bei einigen Papageienspezies (subjektive Einschätzung der Autoren, kein Anspruch auf Vollständigkeit).

Spezies

Erkrankung

Seite

Wellensittich

Adipositas

S. hier

EMA-Komplex

S. hier

Kropfentzündung

S. hier

Knemidokoptesräude

S. hier

Legenot

S. hier

Lipom

S. hier

Macrorhabdiose

S. hier

Neoplasie (Nieren, Hoden/Ovar)

S. hier

,

S. hier

Polyomavirusinfektion

S. hier

Trichomonadose

S. hier

Nymphensittich

Adipositas

S. hier

Legezwang/-not

S. hier

Kakadu

Circovirusinfektion (PBFD)

S. hier

Proventricular Dilatation Disease (PDD)

S. hier

Verhaltensstörung (Federrupfen, Automutilation)

S. hier

Rosakakadu: Adipositas, Fettleber

S. hier

,

S. hier

Aggressivität

S. hier

Agaporniden

EMA-Komplex

S. hier

Legenot

S. hier

Graupapagei

Circovirusinfektion (PBFD)

S. hier

Hypokalzämie

S. hier

Hypovitaminose A

S. hier

Proventricular Dilatation Disease (PDD)

S. hier

Graupapagei ff.

Schimmelpilzmykose

S. hier

Verhaltensstörung (Federrupfen, Automutilation)

S. hier

Amazone

Adipositas

S. hier

Aggressivität

S. hier

Papillomatose

S. hier

Proventricular Dilatation Disease (PDD)

S. hier

Schimmelpilzmykose

S. hier

Ara

Papillomatose

S. hier

Proventricular Dilatation Disease (PDD)

S. hier

Schimmelpilzmykose

S. hier

Verhaltensstörung (Federrupfen, Automutilation)

S. hier

Tab. 1.2 Geschlechtsdimorphismus einiger Papageienspezies.

Spezies

Wellensittich

braune Wachshaut

blaue Wachshaut

Nymphensittich

schwarz-gelb gebänderte Schwanzunterseite, eher blasser Wangenfleck (Wildform)

schwarze Schwanzunterseite, eher leuchtender Wangenfleck (Wildform)

Kakadu (helle Spezies)

rot-braune Iris schwarz-braune Iris

Edelpapagei

rotes Gefieder

grünes Gefieder

Halsbandsittich

ohne Halsband, Hinterkopf grün

schwarz-rosa Halsband, Hinterkopf bläulich

Die Mehrheit der Papageien hat keinen ausgeprägten Geschlechtsdimorphismus (Tab. 1.2). Eine endoskopische Untersuchung (S. hier) oder eine DNA-Untersuchung einer Feder- bzw. Blutprobe sind zuverlässige Methoden zur Geschlechtsbestimmung. Gerade bei Verhaltensstörungen ist eine Geschlechtsbestimmung sehr wichtig. Bei weiblichen Patienten sollten die bisherige Legetätigkeit und eventuelle Probleme, auch bei Einzelhaltung, genau abgefragt werden.

Eine Kennzeichnungskontrolle empfiehlt sich in jedem Fall, um bei mehreren Tieren im Bestand die Krankengeschichte und die Befunde eindeutig zuordnen zu können. Die Kennzeichnung von Papageienartigen ist auf nationaler (Bundesartenschutz-VO, Psittakose-VO) wie auch auf europäischer (EG VO 338/97) Ebene vorgeschrieben. Es sind Fußringe, Mikrochips sowie in Ausnahmefällen weitere Möglichkeiten zugelassen.

Zur Kennzeichnung dürfen bei streng geschütztenVögeln nur zentral ausgegebene(BNA bzw. ZZF) Ringe und Mikrochipsverwendet werden!

Die Ermittlung der Körpermasse sollte im Zuge der anschließenden klinischen Untersuchung erfolgen. Sie ist wichtig für die spätere Medikamentenapplikation und als Verlaufskontrolle.

1.3 Allgemeine Anamnese

Die allgemeine Anamnese dient dazu, eine generelle Übersicht über Vogel und Tierhalter zu erhalten, um nötigenfalls optimierende Maßnahmen zur speziellen Therapie einleiten zu können. Außerdem kann man Hinweise auf bestimmte Erkrankungen und spezielle Bestandsprobleme erhalten.

Wichtige Punkte:

Haltung

Ernährung

Partnertiere

Herkunft

frühere Erkrankungen (im Bestand)

Zur Haltung sollten stets folgende Punkte geklärt werden:

Käfig/Voliere: Art und Größe (problematisch: verzinkte Gitterstäbe, senkrechte statt waagerechter Gitterstangen), Einrichtungsgegenstände (z. B. Sitzstangen, Spiegel), Standort (Küche, Zugluft)

Möglichkeiten zum Freiflug (Unter Aufsicht? Möglichkeit zum Knabbern an Pflanzen und Gegenständen?)

Temperatur und relative Luftfeuchtigkeit, insbesondere bei Tropenpapageien; meist werden für Tropenvögel optimale Bereiche zwischen 60–80% nicht eingehalten

Hinsichtlich der Ernährung sollte nach der Futterzusammensetzung (Körner-, Frischfutteranteil, Mineralstoff- und Vitaminzusätze) gefragt werden. Es ist sinnvoll, sich Futterproben genau anzuschauen (muffiger Geruch, Erdnüsse, Anteil an Sonnenblumenkernen) oder beschreiben zu lassen. Die Menge des angebotenen Futters spielt insbesondere bei Wellensittichen eine Rolle, da hier eine Ad-libitum-Fütterung rasch zu einer Adipositas führen kann. Grundsätzlich sind 2 gestrichene Teelöffel Saatenmischung für einen Wellensittich pro Tag ausreichend. Tab. 1.3 zeigt die empfohlene Futterzusammensetzung für verschiedene Papageienarten.

Die genaue Abklärung der Herkunft des Vogels kann Hinweise auf die Erkrankung geben (Wildfang, Züchter), ebenso wie der Zeitpunkt des Erwerbs (Neuzukauf, Stress). Wildfänge sollten wiederholt auf Parasiten untersucht werden.

Bei Partnertieren sollten die Spezies, das Geschlecht und die Herkunft abgeklärt werden, bei Neuzugängen in Beständen der Zeitpunkt des Erwerbs, Eingangsuntersuchungen und die Einhaltung von Quarantänezeiten.

Natürlich sind frühere Erkrankungen des vorgestellten Patienten und bisherige Probleme im Bestand (inklusive bisheriger Behandlungen) abzuklären.

1.4 Spezielle Anamnese

aufgefallene Symptomatik

Dauer

Allgemeinbefinden/Aktivität

Futter-/Wasseraufnahme

Kot-/Harnabsatz

Vorbehandlungen

Verlauf der letzten Mauser

Der Tierhalter sollte zunächst selbstständig schildern, was der Vorstellungsgrund ist, wie sich das Problem darstellt, unter welchen Voraussetzungen es auftritt und seit wann es besteht. Für den unerfahrenen Tierhalter ist es jedoch oft schwierig, die wenigen Krankheitssymptome, die Vögel zeigen, zu interpretieren, deshalb sollten zusätzlich gezielte Fragen gestellt werden. Ein Aktivitätsverlust der Patienten spricht immer für ein herabgesetztes Allgemeinbefinden. Dieses Problem ist oft nur anhand der Schilderungen der Besitzer einzuschätzen, da der Vogel in der Praxis aufgeregt und deshalb oft wesentlich aktiver als zu Hause ist. Weiterhin sollten Informationen über Veränderungen bei der Futter-/Wasseraufnahme sowie beim Kot- und Harnabsatz eingeholt werden. Vorbehandlungen müssen abgeklärt werden, um die aktuelle Symptomatik und den Sinn weiterführender Untersuchungen (z. B. bakteriologische Untersuchung bei antibiotischer Vorbehandlung?) richtig einschätzen zu können. Probleme bei der vorangegangenen Mauser sind ein Zeichen für chronische Erkrankungen oder Stoffwechselstörungen.

Tab. 1.3 Empfohlene Futterzusammensetzung für eine ausgewogene Ernährung.

Papageienarten

Zusammensetzung der Hauptfuttermischung

zusätzliches Angebot

kleine Sittiche (z.B. Wellensittich, Ziegensittich)

Kanariensaat (Glanz), Hirsesaaten, Leinsamen, Haferkerne, Hanfsaat, Negersaat

frisches Gemüse: v.a. Paprika, Mais, Gurke, Blumenkohl, Brokkoli, Karotten, Wildkräuter (v.a. Löwenzahn, Vogelmiere)

frisches Obst: v.a. Apfel, Banane, Kiwi, Weintrauben, Melone, Kirschen, Beeren der Saison

Sonstiges in kleinen Mengen: Kartoffeln, Reis, Nudeln, Quark, Hüttenkäse, hart gekochtes Eigelb

Vitamin-/Mineralstoff-Ergänzungsfuttermittel (z.B. Korvimin ZVT

®

115

) Pelletfutter

Großsittiche (z.B. Nymphensittich, Pennantsittich)

Kanariensaat (Glanz), Hirsesaaten, Leinsamen, Haferkerne, Hanfsaat, Negersaat, Dari, Milokorn, Cardi, Buchweizen, Mungbohnen, Paddyreis, maximal 15% Sonnenblumenkerne

größere Papageien (z.B. Graupapagei, Amazone, Kakadu, Ara)

Haferkerne, Hanfsaat, Dari, Milokorn, Cardi, Buchweizen, Mungbohnen, Paddyreis, maximal 15% Sonnenblumenkerne

2 Klinische Untersuchung

Cornelia Christen

2.1 Adspektion

Kleinere Vögel werden häufig in ihrem Käfig vorgestellt. Ein erster Eindruck kann schon anhand der Käfigeinrichtung, der Hygiene und des angebotenen Futters gewonnen werden. Werden die Patienten in nicht einsehbaren Boxen transportiert, empfiehlt es sich, gleich zu Beginn des Gesprächs den Vogel in einen kleinen Käfig umzusetzen, damit er sich an die neue Umgebung gewöhnen und man ihn während dieser Zeit beobachten kann. Es ist wichtig, die Beurteilung des Allgemeinzustands, der Körperhaltung, der Atmung in Ruhe, des Sehvermögens, der Stellung und Belastung der Extremitäten schon am Vogel im Käfig vorzunehmen, da dies nach dem Herausfangen nicht mehr möglich ist.

2.1.1 Allgemeinzustand

Vögel versuchen so lange wie möglich, ihre Krankheitssymptome zu verstecken, zudem sind sie durch den Transport und die ungewohnte Umgebung aufgeregt und können einen lebhafteren Allgemeinzustand vortäuschen. Dies muss bei einer Beurteilung unbedingt berücksichtigt werden. Den Vögeln muss eine Eingewöhnungszeit gewährt werden, damit man die zum Teil schon von den Besitzern beschriebenen Symptome beobachten kann.

Ein Vogel, der auch bei Aufregung nichtmehr zur Kompensation fähig ist, muss alsschwer krank betrachtet werden.

Gesträubtes Gefieder, Apathie, geschlossene Augen und breite Beinstellung sind Zeichen eines reduzierten Allgemeinbefindens. Schwer erkrankte Tiere können sich zum Teil nicht mehr auf der Stange halten und sitzen am Boden. Die Futteraufnahme kann reduziert sein, die Vögel hören auf zu singen oder sprechen und manchmal wird eine auffällige Zahmheit beschrieben.

Bei der Körperhaltung ist speziell auf die gleichmäßige Haltung und Belastung der Extremitäten und auf eine gerade Rückenschwanzlinie zu achten. Ein abgeknickter Schwanz kann ein Zeichen für pathologische Veränderungen in der kaudalen Leibeshöhle sein oder, mit gleichzeitigem atemsynchronem Schwanzwippen, ein deutliches Symptom für Dyspnoe.

Bei der Beurteilung des Gesamteindrucks wird auch auf das Federkleid insgesamt geachtet. Liegt das Gefieder an und glänzt es, gibt es federlose Stellen, verkrustete Partien oder zeigen die Federn eine pathologische Farb-, Form- oder Strukturveränderung? Hinweise auf das Sehvermögen erhält man durch das Beobachten des Vogels, wie er sich in der ungewohnten Umgebung orientiert und wie er auf äußere Reize reagiert. Ist der Vogel nur auf einem Auge blind, wird er immer das gesunde Auge dem Untersucher zuwenden. Veränderungen am anderen Auge können dadurch leicht übersehen werden.

2.1.2 Atmung in Ruhe

Ein erstes Anzeichen für Dyspnoe ist eine vertiefte Atmung mit atemsynchronem Schwanzwippen (= Schwanzatmen). Bei starker Dyspnoe können Schnabelatmung, Backenblasen und eventuell Atemgeräusche hinzukommen.

Zeigt der Vogel schon in Ruhe Anzeicheneiner Dyspnoe, sollten die Besitzer unbedingtauf das erhöhte Risiko bei einerManipulation und der klinischen Untersuchunghingewiesen werden.

Eventuell muss sich der Patient erst in einer Sauerstoffbox erholen, bevor überhaupt weitere Untersuchungen möglich sind.

2.2 Untersuchungsgang

Für die klinische Untersuchung muss der Vogel gefangen und fixiert werden. Da dies mit großem Stress für die Tiere verbunden ist, sollte alles benötigte Material bereit liegen und die Untersuchung so kurz wie möglich gehalten werden. Bei Anzeichen eines Herz-Kreislauf-Versagens muss die Untersuchung sofort abgebrochen werden. Deshalb können Patienten mit schlechtem Allgemeinzustand häufig nicht vollständig untersucht werden. Hier muss anhand der Anamnese und der Adspektion gezielt vorgegangen und fehlende Untersuchungsgänge müssen eventuell zu einem späteren Zeitpunkt nachgeholt werden.

2.2.1 Fangen und Fixierendes Vogels

Die Fang- und Fixiermethoden sind, je nach Größe des Vogels, etwas unterschiedlich. Papageien sollten jedoch nie gefangen werden, wenn sie auf dem Halter sitzen oder von ihm noch gestreichelt werden. Auch zahme Tiere können zur Abwehr beißen und damit ggf. auch den Halter verletzen.

Praxistipp

Am besten verwendet man zum Fangen des Vogels Zellstoff, den man danach wegwirft. Vor allem für größere Vögel eignen sich saubere Handtücher, die nach jedem Gebrauch/Patientenwechsel gewaschen werden. Der Vorteil liegt darin, dass der Vogel nicht sieht, wo sich die Hand befindet, und sich dadurch gut an den Käfigrand drängen lässt. Die Verletzungsgefahr für die fangende Person ist geringer und der Vogel wird nicht handscheu. Handschuhe werden noch als „Hand“ erkannt und eignen sich auch aus hygienischen Gründen nicht.

Dass Fenster und Türen geschlossen sein sollten, bevor man einen Vogel fängt, versteht sich von selbst. Wenn nötig, werden Teile der Käfigeinrichtung entfernt, dann greift man den Vogel mit der durch das Tuch geschützten Hand von hinten am Kopf. Am besten geht das, wenn der Schnabel des Vogels in die Seitenstäbe des Käfigs eingehakt ist. Oft hilft es auch, den Raum abzudunkeln. Ist der Kopf fixiert, wird das Tuch um Flügel und Beine geschlagen und das Tier aus dem Käfig gehoben. Dann wird der Vogel aus dem Tuch „geschält“, wobei der Kopf nie losgelassen und darauf geachtet wird, dass der Vogel nicht mit den Flügeln schlagen und sich verletzen kann. Die Fixierung des Kopfes erfolgt mit Daumen und Mittelfinger im Bereich des Unterkiefers. Der Zeigefinger wird von oben auf den Kopf gelegt (Kappengriff, Abb. 2.1). Die 2. Hand hält von kranial die Beine und die an den Vogelkörper angelegten Flügel.

Abb. 2.1 „Kappengriff“ zur Fixierung größerer Papageienvögel.

Kleinere Vögel können in einer Hand gehalten werden. Dazu wird der Kopf mit Daumen und Zeigefinger fixiert, während der Körper mit dem Rücken in der Hand liegt. Die Beine können mit dem kleinen Finger und dem Ringfinger gestreckt werden (einhändiger Zangengriff). Wird der Kopf zwischen Zeige- und Mittelfinger fixiert, bleibt der Daumen für weitere Manipulationen frei (Scherengriff). Der Vogel sollte immer in aufrechter Position gehalten und der Thorax nicht komprimiert werden, weil dies die Atmung erschweren würde. Auch ist darauf zu achten, dass bei der Fixierung des Kopfes nicht auf die Augen gedrückt wird. Sollte dies doch einmal passieren, kann es sein, dass die Hornhaut eingedrückt wird. Diese normalisiert sich meist innerhalb weniger Minuten wieder.

Bei großen Papageien, wie Aras, kann man auch mit der ganzen Hand den Hals direkt unter dem Schnabel umfassen. Beine und Flügel werden wiederum von vorne fixiert.

2.2.2 Ernährungszustand

Die Beurteilung des Ernährungszustands erfolgt am besten durch Palpation der Brustmuskulatur. Je nach Art und Flugaktivität kann diese etwas unterschiedlich ausgebildet sein. Bei einem gut ernährten Tier ist der Brustbeinkamm (Carina sterni) gut palpierbar und die Brustmuskulatur schmiegt sich in einer harmonischen Rundung an. Bei einem fetten Tier wölbt sich die fettdurchsetzte Brustmuskulatur deutlich vor und die Carina sterni kann von subkutanem Fett überdeckt sein (Abb. 2.2). Es kann auch eine regelrechte „Brustfurche“ entstehen (Abb. 14.3, S. hier). Ist das Tier abgemagert, ragt hingegen der Brustbeinkamm hervor. Eine Abmagerung spricht immer für eine chronische Erkrankung, auch wenn umgekehrt nicht jede chronische Erkrankung mit einer Abmagerung einhergeht.

Die Ermittlung der exakten Körpermasse ist speziell für Medikamentendosierungen und als Verlaufskontrolle sehr wichtig. Je nach Waage empfiehlt es sich, den (Untersuchungs-)Käfig mit dem Vogel auf die Waage zu setzen, sie auszutarieren und dann nach Herausfangen des Vogels das „Negativ-Gewicht“ abzulesen. So kann vermieden werden, dass der Patient nochmals in ein anderes Behältnis umgesetzt werden muss. Zahme Vögel können auch direkt auf die Waage gesetzt werden.

2.2.3 Hydratationszustand

Der Hydratationszustand wird anhand des Hautturgors oder der Wiederfüllungszeit der Flügelvene (V. ulnaris) und -arterie evaluiert. Bei normalem Hydratationszustand füllt sich die Vene unmittelbar wieder. Ist die Füllungszeit länger als 1 Sekunde, kann von einer Dehydratation von mehr als 7% ausgegangen werden. Der Hautturgor wird an federlosen Stellen, z. B. um das Auge oder an den Beinen, anhand des Verstreichens einer Hautfalte überprüft. Bei einem Flüssigkeitsverlust von mehr als 10% tritt ein Enophthalmus auf und die Schleimhäute werden trocken. Die Augen können jedoch auch aus anderen Gründen eingefallen sein und es empfiehlt sich, die vermutete Exsikkose anhand des Hämatokrits zu bestätigen (Tab. 19.2, S. hier).

2.2.4 Federn, Haut,Hautanhangsgebilde

Es wird der Allgemeinzustand der Federn und der Haut beurteilt. Normale Federn sind weich, gleichmäßig, sauber und frei von sogenannten „Stresslinien“ (quer zur Feder liegende, lichtdurchlässige Linien, Abb. 10.1, S. hier). Auch auf abnorm gefärbte Federn, vor allem im Brust-/Bauchbereich, wird geachtet. Veränderungen der Haut treten in Form von Schwellungen, Verfärbungen, Ödemen, Verdickungen, Blutungen, Exsudationen, Lazerationen, Hyperkeratosen, proliferativen Läsionen und Ulzerationen auf. Auch der Zustand der Bürzeldrüse, die dorsal im Bereich der Schwanzwurzel liegt, sollte stets mit überprüft werden.

Der Schnabel wird auf seine Form, Länge, Beschaffenheit und Stellung wie auch auf Verletzungen und Nekrosen untersucht. Beim Kakadu ist der Schnabel physiologischerweise mit feinem Federstaub eingepudert. Fehlt dieser und glänzt der Schnabel, kann dies ein Hinweis auf eine Circovirusinfektion sein. Ebenso werden die Krallen auf ihre Länge und Stellung überprüft.

2.2.5 Auge

Die Augen eines gesunden Vogels sind klar, symmetrisch und zentriert. Die Konjunktiva ist blassrosa und feucht. Sehr blasse oder weiße Konjunktiven sind ein Hinweis auf eine Anämie. Entzündete, eingefallene oder farblich veränderte Augen sind abnormal und bedürfen weiterer Abklärungen. Die ophthalmologische Untersuchung erfolgt in Anlehnung an jene der Säugetiere (S. hier). Des Weiteren wird auch die Periorbitalregion auf Schwellungen, Verfärbungen, Beläge und abnormales Wachstum untersucht.

2.2.6 Nase, Wachshaut,Nasennebenhöhlen

Die Nase ist, je nach Vogelart, verschieden ausgebildet. Sie sollte jedoch immer symmetrisch, durchgängig und frei von Ausfluss sein. Durch leichten Druck auf die Gegend der Nasenlöcher kann eventuell Sekretfluss provoziert werden. Um die Durchgängigkeit zu prüfen, wird je 1 Tropfen steriler NaCl-Lösung auf die Nasenlöcher gegeben. Bei guter Durchgängigkeit wird die Flüssigkeit in die Nasenhöhle aspiriert. Veränderungen der Nase treten in Form von asymmetrischen Nasenlöchern, Deformationen, Nasenausfluss oder Granulomen in den Nasenöffnungen auf.

Die Wachshaut ist das erhöht sensible Gebiet an der Basis des Oberschnabels rund um die Nasenöffnungen.

Bei adulten Wellensittichen hat die Wachshautje nach Geschlecht eine andere Farbe.Umfärbungen sollten unbedingt ernstgenommen werden, da sie ein Hinweis aufhormonproduzierende Tumoren (S. hier)sein können.

Auch auf Krusten, borkige Auflagerungen oder Verdickungen (Hyperkeratosen) wird geachtet.

Veränderungen der Nasennebenhöhlen (Sinus infraorbitales) werden als Schwellungen rund um das Auge oder zwischen Auge und Schnabel beobachtet. Ist nur ein Sinus betroffen, sieht man eine Asymmetrie zwischen beiden Gesichtshälften. Die Palpation gibt Aufschluss über die Konsistenz des Inhalts.

2.2.7 Schnabelhöhle

Um die Schnabelhöhle, die beim Vogel mit dem Pharynx kombiniert ist und mit diesem den Oropharynx bildet, untersuchen zu können, wird der Schnabel am besten mit 2 Gazeschlingen geöffnet. Die Verwendung eines Spekulums muss sehr vorsichtig erfolgen, um den Schnabel bei Abwehrbewegungen nicht zu verletzen. Viele Vögel öffnen den Schnabel auch durch kurzes Antippen desselben mit einer Stablampe. Dies erlaubt einen kurzen Blick in die Schnabelhöhle. Man kann den Vogel auch auf die Stablampe beißen lassen, um einen längeren Einblick zu erhalten. Die Choane sollte scharf begrenzt, sauber und von zahlreichen spitzen Papillen umgeben sein, die nach kaudal gerichtet sind. Die Glottis (Vögel haben keine Epiglottis) liegt direkt hinter der Zunge. Die Schleimhaut sollte feucht und (soweit nicht pigmentiert) rosafarben sein. Trockene Schleimhäute sprechen für eine Exsikkose und blasse Schleimhäute weisen auf eine Anämie hin.

Veränderungen im Oropharynx beinhalten im Weiteren Entzündungen, Schwellungen, abnorme Färbungen, Futteransammlungen und abgerundete oder fehlende Papillen der Choane.

2.2.8 Ohren

Die Ohren liegen bei den Vögeln kaudoventral der Augen und sollten durch eng anliegende Federn verdeckt sein. Der Ohrkanal wird mit einem Otoskop oder mit einem schmalen Endoskop untersucht. Er sollte frei von Ausfluss, Blutungen oder Erythemen sein.

2.2.9 Kropf, Ösophagus

Der Ösophagus befindet sich auf der rechten Halsseite. Der Kropf ist eine Ausbuchtung des Ösophagus direkt kranial des Brusteingangs. Er ist außer nach Nahrungsentzug oder bei anorektischen Vögeln stets mit etwas Futter gefüllt. Adspektorisch und palpatorisch wird der Kropf auf Füllungsgrad, Wanddicke, Art des Inhalts und eventuelle Zubildungen, Fremdkörper und Perforationen untersucht. Ein stark angefüllter, harter Kropf oder auch mit Wasser oder Gas gefüllter Kropf ist pathologisch verändert.

2.2.10 Kaudale Leibeshöhle(„Abdomen“)

Die normale Bauchwand ist flach oder leicht konkav gewölbt. Starke Umfangsvermehrungen werden meist schon adspektorisch erkannt. Palpatorisch können physiologischerweise der Muskelmagen, Darmschlingen und ein eventuell vorhandenes Ei getastet werden. Die Leber ist normalerweise nicht zu palpieren. Als pathologische Veränderungen können z. B. eine vermehrte Flüssigkeitsfüllung (Aszites), eine vergrößerte Leber, Eier in Zusammenhang mit einer Legenot, Hernien und subkutane Massen (Lipome) palpiert werden.

2.2.11 Kloake

Die Kloake besteht aus 3 Kompartimenten: Koprodaeum, Urodaeum und Proktodaeum. Harn- und Geschlechtstrakt münden in der dorsalen Wand des Urodaeums. Bei einem gesunden Vogel ist die Kloakengegend sauber. Fehlende Federn oder eine kotverschmutzte Kloakengegend sind ein Hinweis auf eine pathologische Veränderung. Mit einem angefeuchteten Wattetupfer kann die Schleimhaut der Kloakenöffnung vorsichtig etwas vorgelagert werden. Sie wird auf Farbe, Verletzungen, Zubildungen und Entzündungsanzeichen hin untersucht.

2.2.12 Extremitäten

Die Extremitäten werden am besten vergleichend zueinander von proximal nach distal abgetastet. Vor allem, wenn bei der Adspektion schon eine einseitige Belastung oder Fehlstellungen beobachtet wurden, ist auf eine genaue Palpation Wert zu legen. Der Flügel sollte untersucht werden, indem er in die offene Hand hinein ausgezogen wird, um Knochenbrüche bei Abwehrreaktionen zu verhindern (Abb. 2.3). Es wird auf Instabilitäten, eingeschränkte oder abnorm starke Beweglichkeit, Muskelatrophie, Schwellungen, Verletzungen, Erytheme, Ulzerationen und neurologische Defizite geachtet. Es darf auch nie vergessen werden, die Fußunterseiten (Ballen) zu untersuchen. Vor allem bei einseitiger Belastung kann es am ursprünglich gesunden Fuß zu einer Pododermatitis kommen. Ein spezielles Augenmerk ist auf den Ring zu richten. Zu kleine Ringe oder Irritationen und Schwellungen unter dem Ring können zu einer Einschnürung mit Nekrose des darunterliegenden Gewebes oder gar des ganzen Fußes führen. Häufig sind auch zu große Ringe Ursache für Beinfrakturen, da die Vögel oft mit dem Ring hängen bleiben. Unpassende Ringe sind unter Berücksichtigung der Kennzeichnungsvorschriften (eventuell Ersatz durch Mikrochip) zu entfernen.

Abb. 2.3 Untersuchung des Flügels durch Ausziehen „in die offene Hand“.

2.3 Erholungszeit

Nach Beendigung der Untersuchung wird der Vogel in den Käfig zurückgesetzt und seine Atmung beobachtet. Eine gewisse aufregungsbedingt verstärkte Atmung ist normal. Der Vogel sollte sich jedoch nach ca. 2–3 Minuten erholt haben.

Teil II Medikamentenapplikationund Narkose

3 Applikationstechniken

4 Narkose

3 Applikationstechniken

Michael Pees

Grundsätzlich stehen die beim Säuger verwendeten Applikationsarten auch beim Vogel zur Verfügung. Allerdings bestehen bei der Anwendung einige Unterschiede und der Nutzen der gewählten Applikationsart muss mit den möglichen Nachteilen abgewogen werden. Diese sind insbesondere:

der Stress durch das Fangen und Fixieren, insbesondere bei wiederholter Applikation

die Gewebetraumatisierung, insbesondere bei der intramuskulären und der intravenösen Applikation

die schlechte Gewebeverträglichkeit vieler Medikamente, die zu Nekrosen im Bereich der Applikationsstelle führen kann

die schlecht kalkulierbare Aufnahme von Futter und Wasser bei kranken Vögeln, beim Futter auch das Haften des Wirkstoffs an Spelzen, die vom Vogel nicht mitgefressen werden

die Menge des Wirkstoffs bei Applikation in den Schnabel

die schlechte Verträglichkeit von Salben auf der trockenen und vergleichsweise spröden Vogelhaut

Dazu kommen generelle pharmakologische Probleme, die aber bei Vögeln häufig dramatischer ausfallen als beim Säuger, wie

Wechselwirkungen zwischen Medikamenten und Futter-/Wasserbestandteilen,

Wechselwirkungen der Medikamente untereinander bei Verdünnung und kombinierter Applikation und

die Instabilität des Wirkstoffs, insbesondere nach Verdünnung.

Unter Beachtung dieser Einschränkungen haben sich Applikationsmöglichkeiten etabliert, die für den jeweiligen Zweck in der Regel die bestmögliche Variante darstellen; diese sind im Folgenden mit Beispielen zur Anwendung aufgeführt.

3.1 Applikationstechniken

3.1.1 Applikation in den Schnabel(oral)

Die Applikation in den Schnabel eignet sich nur für die Verabreichung geringer Mengen. Der Vorteil besteht darin, dass wenig Stress verursacht und die Schleimhaut des oberen Magen-Darm-Traktes im Gegensatz zur Kropfapplikation geschont wird. Außerdem werden bei Medikamenten, die nur lokal wirken und nicht resorbiert werden, auch der obere Magen-Darm-Trakt und der Rachen versorgt. Dies ist beispielsweise bei der Applikation von Nystatin 29 bei Hefepilzinfektionen wichtig.

Der Vogel wird am Kopf so fixiert, dass er diesen nicht zur Seite drehen kann. Dann ist es empfehlenswert, die Spritze in die Faust zu nehmen und den Konus im Schnabelwinkel rechtwinklig zum Schnabel einzuführen. In diesem Bereich können die Vögel den Plastikkonus nicht so leicht zerbeißen und auch nicht mit ihrer Zunge wegschieben. Mit dem Daumen kann die applizierte Menge dann gut dosiert werden, ohne dass der Spritzenkolben versehentlich zu weit vorgedrückt wird (Abb. 3.1).

Abb. 3.1 Medikamenteneingabe in den Schnabel bei einer Amazone. Im Schnabelwinkel lässt sich der Spritzenkonus am sichersten platzieren. Durch die Dosierung mit dem Daumen wird eine versehentliche zu rasche Applikation vermieden.

Meist schlucken die Vögel das Medikament schlecht ab und sammeln es stattdessen in ihrem Unterkiefer. Es ist deshalb hilfreich, den Vogel nach Applikation einer entsprechenden Menge leicht nach hinten zu kippen, um das Abschlucken zu erleichtern. Verschluckt sich das Tier, ist es am besten, den Vogel möglichst rasch in den Käfig zurückzusetzen und abzudecken. Meist kann dadurch eine Aspiration in die tiefen Atemwege verhindert werden.

3.1.2 Applikation in den Kropf

Die Applikation von Medikamenten mittels Kropfsonde erfolgt wie bei der Durchführung der Kropfspülung (S. hier, Abb. 19.5) beschrieben. Auf diese Weise können problemlos 20 ml/kg KM eingegeben werden. Vor der Applikation ist es essentiell, den korrekten Sitz der Sonde mittels Palpation des Kropfes zu überprüfen: Die Sondenspitze lässt sich leicht durch die dünne Haut und Kropfwand palpieren. Ist dies nicht möglich, besteht die Gefahr, dass die Sonde in die Luftröhre eingeführt wurde. In diesem Fall ist die Sonde erneut einzuführen und zu kontrollieren, da eine Applikation in die Trachea in Sekunden tödlich wirkt.

3.1.3 Intramuskuläre Applikation

Die intramuskuläre Injektion erfolgt im Regelfall in den M. pectoralis. Hierzu sollten möglichst kleinlumige Kanülen verwendet werden. Ideal gerade bei kleinen Papageienvögeln sind 0,5 ml-Insulinspritzen, die neben der extrem dünnen aufgeschweißten Kanüle auch den Vorteil besitzen, dass fast kein Totvolumen vorhanden ist und auch sehr kleine Applikationsmengen sicher dosiert werden können. Die Injektion erfolgt am Übergang zwischen kranialem und mittlerem Drittel der palpierbaren Brustbeinlänge. Der Einstich erfolgt kraniodorsal im 45°-Winkel parallel zur Carina sterni (Abb. 3.2). Vor der Applikation sollte kurz aspiriert werden, da sich zwischen den Muskelanteilen ein Venenplexus befindet, der versehentlich punktiert werden kann. Die maximale Applikationsmenge beträgt ca. 4 ml/kg KM.

Abb. 3.2 Medikamentenapplikation in den Brustmuskel bei einem Graupapagei. 1 Finger sollte die Spritze gegen die Brustwand abstützen, um ein Verrutschen der Kanüle bei plötzlichen Bewegungen des Vogels zu vermeiden.

3.1.4 Subkutane Applikation

Zur subkutanen Applikation sind mehrere mögliche Stellen beschrieben, wobei bei Papageienvögeln nur die Kniefalte zu empfehlen ist. Hier hat die Haut ausreichend Reservevolumen, um entsprechende Infusionen aufzunehmen. Bei mehrfacher Injektion an der gleichen Stelle kommt es rasch zu Hautperforationen und die applizierte Flüssigkeit tritt wieder aus. Es wird von distal nach proximal injiziert, wobei es sich bewährt hat, dass Bein selbst zu fixieren und mit der führenden Hand möglichst flach (fast parallel) die Kanüle in die Kniefalte vorzuschieben (Abb. 3.3). Bei kleineren Vögeln sollte die laterale Fläche der Kniefalte punktiert werden, da bei Applikation zu dicht an der Leibeswand die Gefahr besteht, die Kanüle versehentlich zu weit vorzuschieben und dann den Bauchluftsack zu punktieren. Pro Injektionsstelle können bis zu 20 ml/kg KM appliziert werden. Das Volumen kann ggf. auf mehrere Stellen verteilt werden.

Abb. 3.3 Bei der subkutanen Applikation in die Kniefalte wird die Kanüle flach in die sich aufspannende Hautfalte eingeführt.

3.1.5 Intravenöse Applikation

Die intravenöse Applikation von Medikamenten stellt beim Vogel eine Ausnahmebehandlung dar, die meist nur in Notfällen oder zu Therapiebeginn angewendet wird. Grund ist der Stress und die zu erwartenden Hämatome, die eine wiederholte Applikation schwierig machen. Es stehen die auf S. hier beschriebenen venösen Zugänge zur Verfügung, auch das Vorgehen entspricht weitgehend dem bei der Blutentnahme. Da verabreichte Präparate häufig zumindest teilweise paravenös gelangen, sollte bei reizenden Medikamenten besonders vorsichtig vorgegangen werden. Eine typische Indikation ist die Applikation von Infusionslösungen bei Vögeln im Schock. Hier können bis 20 ml/kg KM in relativ kurzer Zeit (2 Minuten) appliziert werden.

Abb. 3.4 Inhalation eines Graupapageis mit einem Antimykotikum. Diese Form der Therapie wird von den Vögeln meist gut angenommen, weil die kalte, feuchte Luft auch die Atmung erleichtert.

3.1.6 Intraossäre Applikation

Die intraossäre Infusion wird als Notfalltherapie und auch während Operationen angewandt. Die Resorption in den Körperkreislauf erfolgt hier ähnlich schnell wie bei der intravenösen Applikation, aber die eingesetzten Katheter können besser fixiert und – zumindest bei schwachen Vögeln – auch länger belassen werden. Das Einsetzen eines intraossären Katheters ist auf S. hier beschrieben.

3.1.7 Inhalation

Die Inhalation von Medikamenten spielt beim Vogel eine große Rolle in der Prophylaxe und Therapie von Atemwegserkrankungen. Hierbei werden über einen Kaltvernebler Medikamente verabreicht (Abb. 3.4), wobei die durchschnittliche Tröpfchengröße unter 3 μm liegen muss. Die Medikamente gelangen dann direkt in die Luftsäcke und können dort lokal wirken. Dies ist beispielsweise bei der Schimmelpilzprophylaxe bei tropischen Papageienvögeln zu empfehlen, insbesondere auch, da diese Applikationsart nicht mit Stress für das Tier verbunden ist und gut akzeptiert wird. Beispiele für die Applikation von Medikamenten über Inhalation sind auf S. hier aufgeführt.

3.1.8 Lokale Applikationen

Am Auge werden lokal Tropfen und Salben eingesetzt, wie sie auch beim Säuger Anwendung finden. Meist wird Tropfen der Vorzug gegeben, da die Salben die Federn am Kopf verkleben können. Im Bereich der Haut sollte der Einsatz von Salben sehr vorsichtig erfolgen. Die Vogelhaut ist trocken und spröde. Salben ziehen schlecht ein und trocknen auch nicht auf, sodass es häufig in kurzer Zeit zur Schädigung der Haut kommt. Besser geeignet sind wässrige Lösungen, die aufgesprüht oder aufgetupft werden. Diese werden meist gut vertragen.

Selten findet das Spot-on-Verfahren Anwendung, wobei ein Medikament (z. B. Ivermectin 37) in den Nacken getropft wird und sich dann im Körper verteilt. Da es an der Applikationsstelle zu Reizungen und Gewebeschädigungen kommen kann, ist dieses Applikationsverfahren mit Vorsicht anzuwenden.

Auf keinen Fall dürfen auf der Haut kortisonhaltigeSalben verwendet werden, dieseführen zu Hautnekrosen und kaum heilendenWunden (Abb. 10.12, S. 167)!

4 Narkose

Michael Pees

Als Narkotika sind international eine Reihe von Wirkstoffen beim Vogel beschrieben. Hierzu gehören neben den Inhalationsnarkotika auch Medikamente zur Injektion. Es sei zu Beginn dieses Kapitels darauf hingewiesen, dass in Deutschland derzeit nur Isofluran 55 zur Anwendung beim Vogel zugelassen ist. Eine Umwidmung anderer Narkotika ist rechtlich fragwürdig, da Isofluran aufgrund seiner Wirksamkeit, Verträglichkeit und Steuerbarkeit beim Vogel den meisten Injektionsnarkotika weit überlegen ist. Sollte keine geeignete Inhalationsausrüstung zur Verfügung stehen, ist eine Überweisung des Vogels im Bedarfsfall zu empfehlen. Für den internationalen Gebrauch sind die gängigen Injektionsnarkosen im Medikamentenverzeichnis aufgeführt, auf ihre Anwendung wird hier aber nicht weiter eingegangen.

4.1.1 Ausrüstung und Anwendung

Die handelsüblichen Inhalationssysteme sind geeignet, allerdings verfügen Papageienvögel in der Regel nicht über ein ausreichendes Lungen-Luftsackvolumen, um ein geschlossenes System einsetzen zu können, der vorhandene Totraum wäre zu groß. Deshalb werden die meisten Narkosen im halboffenen System durchgeführt. Hierbei wird Narkosegas im konstanten Fluss an den Tubus bzw. die Maske herangeführt und der Vogel entnimmt von dort die benötigte Menge. Das überschüssige Gas wird dann über einen 2. Schlauch (evtl. Circuitbelt) abgeleitet oder gelangt durch Undichtigkeiten an der Atemmaske bzw. am Tubus vorbei nach außen. Da zusätzlich bei Eröffnung des Bauches auch Narkosegas aus den stets mit eröffneten Bauchluftsäcken austritt, ist eine Kontamination der Raumluft kaum zu vermeiden. Eine ausreiche OP-Belüftung ist deshalb essentiell.

Es bestehen 2 Möglichkeiten der Applikation: via Maske und via Tubus (Abb. 4.1) bzw. Luftsacktubus (S. hier). Masken sind entweder kommerziell erhältlich oder lassen sich aus PET-Flaschen und Latex-Handschuhen für die entsprechende Vogelgröße selbst herstellen. Sie sollten stets durchsichtig sein, damit der Kopf des Vogels während der Narkose beobachtet werden kann. Tubusnarkosen sind nach Einleitung über die Maske möglich. Der Tubus wird in die Trachealöffnung durch die Glottis eingeführt, eine Epiglottis ist beim Vogel nicht ausgebildet.

Bei Tubusnarkosen dürfen nur Tuben ohneCuff verwendet werden, da die Trachealspangenbeim Vogel geschlossen sind.Werden die Manschetten zur Abdichtunggefüllt, besteht die Gefahr von Schleimhautnekrosen.

Die Anästhesie über einen Luftsacktubus (S. hier) ist eine weitere Variante, die den Vorteil der kontrollierten Sauerstoffapplikation und der OP-Freiheit im Kopfbereich hat. Die Überwachung solcher Narkosen ist allerdings schwieriger, da der Vogel bei erhöhtem Sauerstoff-Flow die eigenständige Atmung einstellen kann. Außerdem entweicht das Narkosegas über den Schnabel in die Raumluft.

Vögel besitzen aufgrund der enorm großen Austauschfläche der Lungen eine große Verdunstungsoberfläche und die entstehende Verdunstungskälte führt zu einem Abfall der Körpertemperatur. Um dem entgegenzuwirken, sollte in die Gaszuleitung ein Luftbefeuchter zwischengeschaltet werden. Außerdem helfen Wärmekissen und körperwarme (42°C) Infusionen, die Körpertemperatur zu stabilisieren.

Abb. 4.1 Für die Vogelanästhesie gebräuchliche Masken und Tuben. Tuben dürfen keine Manschette haben. Für besonders kleine Vögel gibt es Spezialtuben (im Vordergrund) mit Führungsmandrin.

Zur Narkosekontrolle beim Vogel eignen sich intrakloakale Thermometer, Respirometer und Geräte zur indirekten Blutdruckmessung. Ein EKG ist auch möglich, aber in der Ableitung relativ störungsanfällig.

4.1.2 Durchführung und Kontrolle

Die Fastenzeit liegt bei kleinen Papageienvögeln bei nur ca. 2 Stunden, um das Risiko einer Hypoglykämie zu minimieren. Größere Vögel können bis zu 8 Stunden gefastet werden. Vor Beginn der Operation sollte stets Flüssigkeit 119 subkutan appliziert werden, um den Kreislauf zu stabilisieren.

Die Verwendung von Medikamenten zur Prämedikation ist beschrieben. Insbesondere mit Carprofen 48 wurden gute Erfahrungen gemacht, wenn es ca. 30 Minuten präoperativ verabreicht wird. In der Folge sind die notwendigen Isofluran-Konzentrationen oft erheblich geringer. Auch Barbiturate 47 sind hierzu beschrieben.

Grundsätzlich ist die Einleitung der Narkose umso unkomplizierter, je ruhiger der Vogel ist. Deshalb ist eine Unterbringung in einem abgedunkelten Raum zu empfehlen und nur erfahrene Personen sollten das Tier für die Narkose aus dem Käfig nehmen. Mittel der Wahl ist Isofluran 55, dem medizinischer Sauerstoff beigemischt wird. Die Einleitung erfolgt meist 5%ig, die Erhaltungskonzentration liegt zwischen 1 und 2,5%, wobei eine Eröffnung der Leibeshöhle durch den Eintritt frischer Luft in die Luftsäcke zu einer Erhöhung der notwendigen Konzentration führen kann. Der Vogel wird in der Regel in Rückenlage gelagert, wobei eine halb aufrechte Positionierung (erhöhter Kopf-Schulterbereich, Abb. 4.2) aus Gründen der Kreislaufstabilisierung zu empfehlen ist. Hierzu kann bei längeren Operationen auch ein intraossärer Katheter mit Dauertropfinfusion verwendet werden (S. hier). Alternativ sind wiederholte subkutane Applikationen möglich.

Zur Narkosekontrolle sind verschiedene Verfahren beschrieben, die Folgenden eignen sich unter Praxisbedingungen am meisten:

1. Kontrolle der Atemtiefe und Frequenz: Am Brustbein zu sehen, das immer frei beweglich bleiben muss (S. hier). Es kann auch ein Respirometer an den Tubus angeschlossen werden, um die Atemzüge zu überwachen.

2. Kontrolle der Reflexe und des Muskeltonus: Insbesondere ist der Kornealreflex, der bei ausreichender Narkosetiefe immer noch auszulösen sein soll, zu prüfen, außerdem der Lidschlussreflex und Interdigitalreflex. Die Beurteilung der Pupillaröffnung kann nicht genutzt werden, da Vögel zur willkürlichen Akkomodation in der Lage sind. Der Kopf-Nacken-Tonus nimmt mit steigender Narkosetiefe ab.

3. Kontrolle der Körpertemperatur: Dies erfolgt in der Regel durch eine in die Kloake eingeführte Sonde. Typischerweise liegt die Temperatur zwischen 40 und 42°C und nimmt zu Beginn um ca. 0,5°C ab. Dann sollte eine Stabilisierung erfolgen bzw. es sind Maßnahmen zur Wärmezufuhr nötig (s. o.).

4. Weitere Möglichkeiten: Kontrolle des Blutdrucks, Kapnographie, EKG und Pulsoximetrie. Diese Verfahren sind beim Vogel relativ störanfällig, aber je nach Spezies und Erfahrung des Nutzers durchaus durchführbar.

Abb. 4.2 Lagerung eines Kakadus zur Operation. Der Vogel wird halbaufrecht gelagert. Für einen besseren Luftabschluss können OP-Handschuhe über das Maskengummi gezogen und mittels Klemme an den Federn anliegend zusammengezogen werden. Das Brustbein muss jederzeit frei beweglich bleiben.

4.1.3 Zwischenfälle

Der häufigste Narkosezwischenfall ist das Aussetzen der Atmung, entweder durch eine zu tiefe Narkose oder durch Kreislaufprobleme. In beiden Fällen sollten folgende Maßahmen ergriffen werden:

1. Vogel aufrecht halten! Die Rückenlage ist für Vögel unphysiologisch, sie müssen das Brustbein gegen die Schwerkraft anheben. Hierzu steht aber, da diese Position natürlicherweise kaum vorkommt, kaum trainierte Muskulatur zur Verfügung.

2. Sauerstoff zuführen. Verfügt das Narkosegerät über eine Flushfunktion, sollte diese genutzt werden, um das System vom Narkosegas zu reinigen. Ansonsten den Vogel aus der Maske nehmen bzw. den Tubus vom System abkoppeln.

3. Beatmen. Dies geht am besten, wenn der Vogel intubiert ist. Ansonsten kann auch eine Mund-zu-Schnabel-Beatmung effektiv durchgeführt werden. Der Erfolg ist am sich hebenden Brustbein zu sehen. Alternativ kann auch das Brustbein manuell vorsichtig im kaudalen Bereich bewegt werden, um die Luftsäcke mit frischer Luft zu füllen und die Lunge zu ventilieren.

4. Applikation von Doxapram62 i. m., i. v. oder sublingual. Das Medikament wirkt auch bei Vögeln sehr schnell.

Zur weiteren Kreislaufstabilisierung können Infusionen 119 und Koffein-Na-Salizylat 66 verabreicht werden. Vögel, bei denen ein Narkosezwischenfall aufgetreten ist, bleiben meist über die gesamte restliche Narkose in kritischem Zustand, nach Möglichkeit sollte die Aufwachphase rasch eingeleitet werden.

4.1.4 Nachsorge

Vögel erholen sich von Isofluran-Narkosen meist innerhalb weniger Minuten soweit, dass sie wieder versuchen, auf die Sitzstange zu klettern. Nichtsdestotrotz sind sowohl die Motorik als auch die Thermoregulation noch länger beeinträchtigt. Es empfiehlt sich deshalb, den Käfig möglichst auszuräumen (insbesondere das Trinkgefäß, Gefahr des Ertrinkens!) und ihn an 3 Seiten abgedeckt ruhig zu stellen. Für die nächste Stunde muss partiell eine ausreichende Wärmequelle angeboten werden (Rotlicht). Außerdem sollte einige Stunden nach der Narkose eventuell noch eine weitere Flüssigkeitsapplikation erfolgen. Futter sollte direkt zur Verfügung stehen und die Futteraufnahme sollte in den ersten Stunden kontrolliert werden. Je nach Grund für die Narkose kann eine postoperative Schmerzbehandlung (Carprofen 48, Meloxicam 52) helfen und eine raschere Aufnahme von Futter fördern.

Teil III Leitsymptome, Diagnostikund Therapie

5 Dyspnoe

6 Würgen, „Erbrechen“

7 Kot-/Harnveränderung

8 Störung des Bewegungsapparats (inklusive der Ständer und der Krallen)

9 Neurologische Ausfallerscheinung

10 Gefieder- und Hautveränderung

11 Schnabel-/Wachshautveränderung

12 Augenveränderung

13 „Geschwollener Bauch“

14 Umfangsvermehrung

15 Verhaltensstörung

16 Notfall/Schock

17 Unspezifische Symptomatik

5 Dyspnoe

Michael Pees

Die Leitsymptomatik umfasst folgende typischen Anzeichen:

Veränderung der Atemtiefe und -frequenzLeistungsverlust bis hin zur FlugunfähigkeitAtemgeräusche, Stimmveränderungen/-verlustNasenausfluss (chronisch oft mit Federverlust um die Nasenöffnungen)Anschwellen der Infraorbitalsinus, Einsinken der Augen, „Backenblasen“Atmung mit geöffnetem Schnabel, Gähnenatemsynchrones Schwanzwippen, Abstellen der FlügelStrecken des Nackens zur Erleichterung der Atmung (in hochgradigen Fällen auch Einhängen des Schnabels ins Käfiggitter)

5.1 Allgemeines

Sowohl der Aufbau des Atmungsapparats des Vogels als auch seine Funktionsweise unterscheiden sich deutlich vom Säuger.

Die Nasenöffnungen mit der empfindlichen Nasenpapille liegen in der tierartlich sehr unterschiedlich ausgebildeten Wachshaut. Als Nasennebenhöhle ist ein Infraorbitalsinus ausgebildet, der lateral der Nasenhöhle liegt und zum Teil weit um die Augen reicht (Abb. 5.1). Rechter und linker Sinus sind bei Papageienartigen miteinander verbunden. Einen weichen Gaumen gibt es beim Vogel nicht, stattdessen wird die Nasenhöhle von der Schnabelhöhle durch den Oropharynx getrennt. Beidseitig der schlitzförmig angelegten Choane sind nach kaudal gerichtete Papillen ausgebildet. Die Trachealöffnung liegt in der Mitte des Zungengrunds, eine Epiglottis gibt es nicht.

Im Gegensatz zum Säuger sind die Trachealspangen beim Vogel geschlossen, wasinsbesondere bei der Intubation wichtig ist– Tuben dürfen nicht geblockt werden, daes dadurch zu massiven Gewebeschädenkommen kann.

Das stimmbildende Organ des Vogels ist der Stimmkopf (Syrinx), der an der Bifurkation der Trachea liegt. Die Lungen liegen dorsal in der Leibeshöhle, sind relativ klein und nahezu konstant in ihrer Größe, ein Unterdrucksystem wie beim Säuger existiert nicht. Da das Zwerchfell fehlt, gibt es keine Einteilung in „Brust-“ und „Bauchhöhle“. Eine Reihe von Luftsäcken belüftet blasebalgähnlich die Lunge. Sie werden durch die scharnierartige Bewegung des Brustbeins und der Rippen komprimiert bzw. gedehnt (Abb. 5.2). Dadurch wird Luft in die Luftsäcke „gesaugt“ und anschließend durch die Lunge geleitet. Durch ein ausgeklügeltes System erfolgt diese Lungenbelüftung sowohl bei der In- als auch der Exspiration und stets in der gleichen Richtung.

Abb. 5.1 Schematische Darstellung des Luftsacksystems beim Vogel.

Dem Brustbein kommt somit eine essentielleBedeutung bei der Atmung des Vogels zu,es muss stets darauf geachtet werden, dassseine freie Beweglichkeit gewährleistet ist.

Abb. 5.2 Schematische Darstellung der Atemmechanik des Vogels.

Die Luftsäcke umschließen die meisten inneren Organe und nehmen einen großen Teil der Leibeshöhle ein (Abb. 5.1). Sie stehen mit den pneumatisierten Knochen in Verbindung, sind mit einem einfachen Epithel ausgekleidet und haben keine Funktion beim Gasaustausch.

Abb. 5.3 Luftsackperfusion über den Bauchluftsack bei einem Ara.

5.2 Sofortmaßnahmen

Sofortmaßnahmen

Freihalten der Atemwege, Erleichterung der Atmung

Entfernen von FremdkörpernVogel in physiologische (sitzende) Körperhaltung bringen, eventuell Kopf strecken und Schnabel in Käfiggitter einhängen (bewusstlose Vögel aufrecht halten → freie Bewegung des Brustbeins)ggf. Luftsackperfusion: Einbringen eines ausreichend großen Tubus/Katheters in den Brust-/Bauchluftsack → Atmung möglich; wenn die oberen Atemwege verlegt sind, direkte Sauerstoffzufuhr möglich ( Abb. 5.3)Sicherung der Sauerstoffaufnahme: kurzfristig Zuleitung von Sauerstoff, Sauerstoffbox

Kreislaufsicherung

Doxapram 62 (z.B. Dopram-V®), 5–10 mg/kg KM s.c., i.m., i.v., sublingual Strophantin 69 (z.B. k-strophantin eifelfargo®), tropfenweise nach Wirkung sublingual oder 1 mg/kg KM i.m.Flüssigkeits-/Elektrolyt-/Nährstoffsubstitution 119 (z.B. „Vogelmischung“), 20 ml/kg KM s.c., langsam i.v.Wärme

Einsetzen eines Tubuszur Luftsackperfusion

Eine Luftsackperfusion ist eine rasche und sehr effiziente Hilfe bei Vögeln mit Verengungen insbesondere der oberen Atemwege, da eine Ventilation der Lunge unter Umgehung des oberen Respirationstrakts ermöglicht wird. Als Tuben eignen sich, je nach Vogelgröße, Infusionskatheter, Trachealtuben oder Ernährungssonden. Sie sollten so gekürzt werden, dass sie nicht zu weit in den Luftsack reichen und keine scharfen Kanten haben. Bei Bedarf können sie, in der Haut vernäht, längere Zeit am Vogel verbleiben (eventuell mit Halskragen).

Im Regelfall wird der Tubus in den kaudalen thorakalen oder den abdominalen Luftsack eingelegt. Der Zugang entspricht dem zur Endoskopie der Leibeshöhle (S. 286). Nach einer kleinen Hautinzision wird mit einer Moskitoklemme der Zugang geschaffen, der Tubus kann dann ebenfalls mit dieser Klemme eingeführt werden. Die korrekte Lage lässt sich leicht überprüfen, indem man eine Daunenfeder vor die Öffnung hält und diese sich dann atemsynchron bewegt.

5.3 Wichtige Ursachen ( Tab. 5.1)

Tab. 5.1 Wichtige Ursachen für Dyspnoe.

5.4 Diagnostischer Leitfaden:Dyspnoe(S. hier)

5.4.1 Besonderes Augenmerkbei der Anamnese

Der Spezies kommt eine besondere Bedeutung zu, weil insbesondere aus tropischen Klimaten stammende Papageien (z. B. Amazonen, Aras, Edelpapageien, Graupapageien, grüne Kongopapageien, Pionus-Arten) sehr empfindlich gegenüber Schimmelpilzmykosen (S. hier) sind, die die Luftsäcke und die Lungen betreffen können. Da viele Infektionserkrankungen des Atmungstraktes häufig lange klinisch unauffällig verlaufen und sich erst unter Stresseinfluss manifestieren und verbreiten, sollte abgeklärt werden, ob der betroffene oder ein anderer Vogel im Bestand zugekauft wurde oder auf einer Ausstellung war und ob sich in der Umgebung der Tiere etwas geändert hat (z. B. Umzug, andere Haustiere). Die klimatischen Bedingungen in der Wohnung sind wichtig. Stand der Vogel in Zugluft? Insbesondere für Tropenvögel wiederum ist die Frage nach Luftfeuchtigkeit und Luftaustausch von Bedeutung. Oft wird in den kalten Monaten stark geheizt, um für tropische Vögel vermeintlich angenehme Temperaturen zu schaffen. Da durch die trockene Heizungsluft die für diese Vögel so essentielle Luftfeuchtigkeit dramatisch sinkt, kann dieser gute Wille den Tieren schaden. Hinsichtlich der Fütterung sollte stets nach einer Vitaminsupplementierung gefragt werden, da das kommerziell erhältliche Körnerfutter (insbesondere die Sonnenblumenkerne) oft keine ausreichende Versorgung bietet. Eine Unterversorgung kann auch auftreten, wenn selektiv Futterbestandteile (häufig wiederum Sonnenblumenkerne) ausgesucht werden. Nüsse (vor allem Erdnüsse) sollten wegen des Pilzsporengehalts im Papageienfutter nicht enthalten sein. Schließlich ist auch die Frage nach einem möglichen Trauma (S. hier) oder einer Vergiftung (S. hier) sinnvoll. Hier kommt einerseits die orale Aufnahme von giftigen Materialien in Betracht, beispielsweise Pflanzen oder Schwermetalle, andererseits können auch inhalierte Giftstoffe zu Intoxikationen führen, z. B. Desinfektionsmittel und andere Chemikalien. Auch erhitztes Teflon löst bei Vögeln Vergiftungserscheinungen mit akuter respiratorischer Symptomatik aus. Beim Verdacht einer Vergiftung sollte besonders auf Bewusstseins- und Koordinationsstörungen geachtet werden (S. hier).

5.4.2 Besonderes Augenmerk beider klinischen Untersuchung

Grundsätzlich sind Sekretausfluss, Niesen, Gähnen, Atmen mit offenem Schnabel, Halsstrecken und Kopfschütteln eher Hinweise auf Erkrankungen im oberen Respirationstrakt. Stimmveränderungen und Schwanzwippen deuten auf eine Veränderung im unteren Respirationstrakt (Syrinx, Lunge, Luftsäcke) hin.

Es ist wichtig, den Patienten zunächst im Ruhezustand zu beurteilen, ohne ihn zu stressen. Auf keinen Fall darf man von oben auf den Vogel herabschauen. Eine gewisse Entfernung vom Käfig ist ebenfalls nötig. In Ruhe sollte sich der Schwanz beim Atmen kaum bewegen, der Schnabel sollte geschlossen sein. Gesunde Vögel erholen sich nach Manipulationen (z. B. dem Herausfangen) in der Regel binnen 2 Minuten und atmen wieder ruhig. Atemgeräusche verstärken sich oft durch Anstrengung oder Stress und sind während der Untersuchung deutlicher zu hören.

Vögel mit Atembeschwerden sind besondersstressempfindlich, die Untersuchungist deshalb so kurz wie möglich zu halten.Der Vogel sollte während der Untersuchungmöglichst immer aufrecht gehaltenwerden!

Liegt ein anderes Leitsymptom vor?

Grundsätzlich kann jede Bauchschwellung (S. hier, meist Schwellung innerer Organe) zu einer Luftsackkomprimierung führen. Durch die Abnahme des Luftsackvolumens kann dann die Blasebalgfunktion beeinträchtigt werden und Dyspnoe entstehen.

Diagnostischer Leitfaden: Dyspnoe

Sind deutliche Änderungen in der Atemtiefe und -frequenz feststellbar?

Ist die Atmung während der Adspektion oder der Untersuchung deutlich erschwert, sollte überprüft werden, ob dies Teil einer Schocksymptomatik (flache, frequente oder auch verlangsamte Atmung, eingefallener Augenbereich, Apathie und hochgradig gestörtes Allgemeinbefinden) ist. Hier kann es notwendig sein, diese Tiere erst zu stabilisieren, bevor ihnen der Stress weiterer Untersuchungen zugemutet werden kann (S. hier). Die oben erwähnte Komprimierung der Luftsäcke kann auch ohne Bauchschwellung zu einer erschwerten Atmung führen. Meist atmen solche Vögel sehr frequent und stellen die Flügel ab, um die Luftsäcke besser ventilieren zu können. Die Röntgenuntersuchung gibt ggf. Auskunft über die Größe der Luftsäcke. Bei Fremdkörpern (S. hier) im oberen Respirationstrakt zeigen die Vögel häufig eine hochgradige Atemnot bei geöffnetem Schnabel. Eine endoskopische oder röntgenologische Untersuchung kann bei der Diagnose helfen. Schließlich sollte bei Tropenvögeln und erschwerter Atmung (s. o.) an eine Schimmelpilzmykose (S. hier) gedacht werden. In diesen Fällen ist eine röntgenologische bzw. endoskopische Abklärung notwendig.

Sind die Wachshaut oder die Nasenöffnungen verändert?

Im Bereich der Nasenöffnungen geben insbesondere Verengungen und Sekret-/Krustenansammlungen Hinweise auf krankhafte Veränderungen.

Bei Tropenvögeln finden sich in den Nasenöffnungen gelegentlich Pilzrasen (Abb. 5.4) bzw. granulomatöse Veränderungen. Dies ist ein deutlicher Hinweis auf eine Schimmelpilzmykose (S. hier). Eine Röntgenuntersuchung sollte dann ebenso wie eine Tupferprobenentnahme durchgeführt werden. Nasengranulome („Rhinolithen“, Abb. 5.5) sind feste, meist gelblich weiße Konkrementmassen. Sie können die Nasenöffnung vollständig verlegen, oft ist auch das umliegende Gewebe entzündet oder sogar nekrotisch.

Borkige Auflagerungen der Wachshaut, insbesondere bei Wellensittichen, können durch Räudemilben (S. hier) verursacht sein. Die Wachshaut ist dann durch Bohrgänge „durchlöchert“, oft ist auch das Schnabelhorn verändert (Abb. 11.2,Abb. 185). Eine Geschabseluntersuchung sichert die Diagnose. Bei weiblichen Wellensittichen kommt es manchmal zu einer Wachshauthyperplasie (S. hier, Abb. 11.9). Diese führt nur zu respiratorischen Störungen, wenn die Nasenöffnungen eingeengt werden.

Abb. 5.4 Pilzwachstum in den Nasenöffnungen bei einem Gelbbrustara.

Abb. 5.5 Konkremente („Rhinolithen“) in den Nasenöffnungen einer Amazone.

Entzündungserscheinungen und Nasenausfluss sind Hinweise auf Infektionen und immer im Zusammenhang mit Veränderungen der Augen und der Nasennebenhöhlen (s. u.) zu beurteilen. Chronische Infektionen können auch zu Veränderungen des Schnabelhorns unterhalb der Nasenöffnungen („Sekretrinnen“) führen.

Sind die Augen oder die Konjunktiven verändert?

Die Konjunktiven können deutlich gerötet und verdickt sein. Eine Chlamydieninfektion (Psittakose, S. hier) führt neben der Entzündung der Atemwege häufig auch zu einer Konjunktivitis. Insbesondere beim gleichzeitigen Auftreten von respiratorischen Symptomen und Konjunktivitis bzw. Augenausfluss oder Kot-/Harnveränderungen (S. hier) ist deshalb eine Röntgenaufnahme sinnvoll. Ist in der Röntgenaufnahme die Milz oder die Leber vergrößert (Abb. 5.14), sollte eine Untersuchung auf Chlamydien („Dreifachtupfer“, S. hier) erfolgen. Die Psittakose ist eine anzeigepflichtige Seuche, d. h. bereits der Verdacht muss dem zuständigen Amtstierarzt gemeldet werden. Dieser entscheidet dann über weitere Maßnahmen. Auch andere Infektionen des Atmungstrakts können die Augen mitbetreffen. Entsprechend sind weitere Infektionsursachen (bakteriell, mykotisch, viral) zu klären. Sind alle Befunde negativ, kann der Nachweis einer Mykoplasmeninfektion versucht werden.

Finden sich Veränderungen in der Schnabelhöhle oder den Nasennebenhöhlen?

Im Bereich der oberen Atemwege können sich bakterielle oder mykotische Infektionen (S. hier) durch Sekretbildung, Beläge und Verschleimung zeigen. Bei solchen Hinweisen sollten Tupferproben entnommen werden. Auch hier gilt bezüglich der Psittakose (S. hier) das oben Gesagte. Entzündungen der Nasennebenhöhlen (Sinusitiden, S. hier) führen oft zu Auftreibungen vor den Augen (Abb. 5.6), in chronischen Fällen auch zu einem Einsinken der Augäpfel. Bei Verdacht auf eine Sinusitis sind Tupferproben nicht immer ergiebig, besser ist hier eine Nasenspülprobe. Bei Sinusschwellungen kann auch eine Sinusaspiration durchgeführt werden.

Abb. 5.6 Schwellung im Bereich des Infraorbitalsinus bei einem Timneh-Graupapagei (Granulom, siehe auch Abb.5.16).

Nasenspülprobe

Der Vogel wird kopfüber gehalten, um eine Aspiration von Flüssigkeit zu verhindern. Anschließend wird körperwarme physiologische sterile NaCl-Lösung unter gleichmäßigem Druck in ein Nasenloch eingegeben und ein Teil zurückgewonnen. Aufgeschnittene Gummiverschlüsse für Spritzen bilden hierbei eine gute und preiswerte Abdichtung am Nasenloch (Abb. 5.7).

Sinusaspiration

Dem anästhesierten Vogel wird eine Nadel direkt ventral und rostral der Orbita senkrecht zur Haut eingeführt. Der Sinus wird mit warmer steriler Kochsalzlösung gespült. Anschließend wird ein Teil der applizierten Flüssigkeit zurückgewonnen.

Sollten trotz deutlicher klinischer Entzündungssymptomatik keine verursachenden Bakterien, Pilze oder Chlamydien gefunden werden, besteht die Möglichkeit, dass es sich um eine Mykoplasmeninfektion (S. hier) handelt. Der Erregernachweis ist hier schwierig, deshalb wird bei entsprechendem Verdacht auch eine diagnostische Therapie empfohlen. Schließlich ist auch an verschiedene Virusinfektionen zu denken: Insbesondere Herpes- und Reovirusinfektionen (S. hier) können respiratorische Symptome verursachen. Pocken (S. hier) können diphtheroide Beläge in der Rachenhöhle, aber auch eine Tracheitis auslösen. Entsprechende Tupferproben sollten im Verdachtsfall virologisch untersucht werden.

Insbesondere bei Wellensittichen ist bei einer verschleimten Schnabelhöhle auch an eine Trichomonaden- (S. hier) oder Macrorhabdiose (S. hier) zu denken. Beide Erkrankungen führen zwar hauptsächlich zu „Erbrechen“ (S. hier), können aber auch Atemprobleme verursachen. Eine Kropfspülung (Trichomonaden und Macrorhabdus) sowie eine Kotprobe (Macrorhabdus) sollten entsprechend untersucht werden.

Weiterhin ist bei der Untersuchung der Schnabelhöhle auf Fremdkörper (S. hier) zu achten. Bei größeren Papageien kann man auch versuchen, mit einem Endoskop den oberen Teil der Luftröhre zu explorieren (Abb. 5.8 a, b).

Schwellungen der Nasennebenhöhlen, plaqueartige Schleimhautveränderungen im Rachenraum, eine Verdickung der Rachenpapillen oder Granulome im Schnabelhöhlenbereich können auch Folge einer HypovitaminoseA (S. hier) sein, durch die es zu Schleimhautveränderungen und Drüsenmetaplasien kommt. Diese sogenannten Mangelgranulome liegen häufig am Zungengrund (Abb. 5.15) oder in den Drüsen der Schnabelhöhle, zum Teil sind sie auch unterhalb des Schnabels als Auftreibungen sichtbar. Die Rachenpapillen sind oft verändert bis atrophisch.

Differenzialdiagnostisch kommen als Zubildungen in der Rachenhöhle papillomartige Wucherungen in Betracht, die meist blumenkohlartig aussehen, außerdem Pocken (S. hier), Abszesse, Granulome und Tumoren (S. hier). Bei Verdacht auf eine „Papillomatose“ (S. hier) sollte auch die Kloake untersucht werden, da es hier besonders häufig zu Schleimhautwucherungen kommt. Die sichere Unterscheidung zwischen Papillomen und anderen Tumoren ist nur durch eine Biopsieentnahme und histologische Untersuchung möglich.

Abb. 5.7 Nasenspülung bei einem Ara.

Ist der Halsbereich geschwollen oder befindet sich Luft unter der Haut?

Luftsacküberdehnungen/-rupturen (S. hier) äußern sich in massiven Schwellungen der Haut, die eine puffige, eindrückbare Konsistenz haben. Meist sind sie im Bereich des Halses lokalisiert.

Auch sonstige Schwellungen im Halsbereich können die Atmung generell erschweren (S. hier und S. hier). Ein lodmangel kann vorwiegend bei Wellensittichen zu einer Schilddrüsenhyperplasie (S. hier) führen, die die Atemwege einengt und so respiratorische Probleme verursachen kann.

Wie ist der Ernährungszustand?