Die koproskopische Diagnostik von Endoparasiten in der Veterinärmedizin E-Book

Ronald Schmäschke

• Herausgeber: Schlütersche Verlagsgesellschaft mbH & Co. KG
• Kategorie: Fachliteratur
• Serie: Vetpraxis Spezial
• Sprache: Deutsch

Seitenzahl: 490

Veröffentlichungsjahr: 2025

Beschreibung

Endoparasiten im Blick – die koproskopische Untersuchung in der Tiermedizin Viele Parasiten bei Haus-, Heim- und Nutztieren sind mehr als nur ein tierisches Problem – sie können auch auf den Menschen übertragen werden und gefährliche Zoonosen auslösen. Umso wichtiger ist eine fundierte Diagnostik. Die mikroskopische Untersuchung von Kotproben bleibt ein zentrales Instrument der Parasitendiagnostik. Nur durch die eindeutige Bestimmung von Parasiten und ihren Entwicklungsstadien lassen sich Infektionen sicher nachweisen – und gezielt behandeln. Dieses praxisorientierte Fachbuch vermittelt kompaktes Wissen für Studium und Praxis. Ob zur Prüfungsvorbereitung oder bei der täglichen Arbeit – für Studierende der Veterinärmedizin, praktizierende Tierärzte, Tiermedizinische Fachangestellte und Laboranten ist es ein unverzichtbares Nachschlagewerk rund um die koproskopische Diagnostik.

Leseprobe

Ronald Schmäschke

Die koproskopische Diagnostik von Endoparasiten in der Veterinärmedizin

Ronald Schmäschke

Die koproskopischeDiagnostik von Endoparasitenin der Veterinärmedizin

2., vollständig überarbeitete und erweiterte Auflage

Mit 541 Abbildungen

schlütersche

Bibliografische Information der Deutschen NationalbibliothekDie Deutsche Nationalbibliothek verzeichnet diese Publikation in der Deutschen Nationalbibliografie; detaillierte bibliografische Daten sind im Internet über https://dnb.de/ abrufbar.

ISBN 978-3-8426-0072-0 (print)ISBN 978-3-8426-0073-7 (PDF)ISBN 978-3-8426-0074-4 (epub)

AutorDr. med. vet. Ronald SchmäschkeRotkäppchenweg 2704277 [email protected]

© 2025 Schlütersche Fachmedien GmbH, Hans-Böckler-Allee 7, 30173 Hannover, [email protected], www.schluetersche.de

Das Werk ist urheberrechtlich geschützt. Alle Rechte liegen beim Verlag.

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Projektleitung: Sabine Poppe, HannoverLektorat: Martina Kunze, EhringshausenIllustrationen: Ute Schmäschke, LeipzigIcons: Iconic Prototype – stock.adobe.com; Yuliia – stock.adobe.com; Giorgi – stock.adobe.comUmschlaggestaltung: Sandra Knauer Satz · Layout · Service, Garbsen

Inhaltsverzeichnis

Vorwort zur 2. Auflage

Vorwort zur 1. Auflage

1Die koproskopische Untersuchung

1.1Allgemeine Grundsätze der koproskopischen Diagnostik

1.1.1Der Vorbericht

1.1.1.1Klinische Untersuchung auf einen Parasitenbe fall

1.1.1.2Klinisch-chemische Laboruntersuchungen auf einen Parasitenbefall

1.1.1.3Vorbericht des Besitzers, Begleitschreiben zur Probe

1.1.2Das Untersuchungsmaterial

1.1.2.1Entnahme und Entnahmetechniken

1.1.2.2Einsendung der Proben

1.1.2.3Fixierung bzw. Aufbewahrung der Proben

1.1.3Benötigte Ausstattung für die koproskopische Diagnostik

1.1.3.1Geräte

1.1.3.2Verbrauchsmaterialien

1.1.3.3Chemikalien

1.1.3.4Mikroskop

1.1.4Der Befund

1.2Beschreibung von Adultstadien

1.2.1Trematoden (Saugwürmer)

1.2.2Zestoden (Bandwürmer)

1.2.3Nematoden (Fadenwürmer)

1.2.4Akanthozephale (Kratzer)

1.2.5Pentastomiden (Zungenwürmer)

1.3Beschreibung von Entwicklungsstadien tierischer Parasiten

1.3.1Eier

1.3.1.1Form

1.3.1.2Größe

1.3.1.3Inhalt

1.3.1.4Schale

1.3.2Larven

1.3.3Oozysten

1.3.4Die Präpatentperiode

2Koproskopische Untersuchungsverfahren

2.1Einfache Kotuntersuchungsverfahren

2.1.1Direkter Kotausstrich

2.1.2Aufschwemmmethode

2.1.3Klebestreifenmethode

2.1.4Aufhellen gefundener Würmer

2.2Konzentrationsverfahren

2.2.1Sedimentationsverfahren

2.2.2Flotationsverfahren

2.2.3Kombiniertes Sedimentations-Flotationsverfahren

2.2.4McMaster-Verfahren (nach Gordon und Whitlock, modifiziert nach Wetzel)

2.2.5Mini-FLOTAC-Verfahren, Fill-FLOTAC

2.2.6Auswanderverfahren nach Baermann-Wetze (Trichterverfahren)

2.2.7Larvenzucht, Larvenkultur

2.2.8Telemann-Verfahren modifiziert nach de Riva

2.2.9MIFC-Verfahren

2.2.10SAF-Konzentrationsverfahren

2.3Färbungen

2.3.1Karbolfuchsin-Färbung (Heine-Färbung)

2.3.2Modifizierte Ziehl-Neelsen-Färbung

2.3.3Giemsa-Färbung

2.3.4Alaun-Karmin-Färbung

2.3.5Milchsäure-Karmin-Färbung

2.4Sonstige Verfahren

2.4.1Sporulation der Oozysten

2.4.2Immundiagnostische Methoden

2.4.3Autofluoreszenzverfahren

2.5Arbeitsschutz

3Parasitenstadien bei verschiedenen Tierart

3.1Wiederkäuer

3.1.1Trematoden

3.1.1.1Großer Leberegel (Fasciola hepatica)

3.1.1.2Pansenegel (Paramphistomum, Calicophoron)

3.1.1.3Kleiner Leberegel, Lanzettegel (Dicrocoelium dendriticum)

3.1.2Zestoden

3.1.2.1Bandwürmer der Familie Anoplocephalidae (Moniezia expansa, M. benedeni)

3.1.3Nematoden

3.1.3.1Trichostrongyliden

3.1.3.2Dritte Larvenstadien der Trichostrongyliden 62

3.1.3.3Strongyliden (Chabertia ovina, Oesophagostomum spp.)

3.1.3.4Hakenwürmer (Bunostomum spp.)

3.1.3.5Zwergfadenwurm (Strongyloides papillosus)

3.1.3.6Spulwurm (Toxocara vitulorum)

3.1.3.7Oxyuren (Skrjabinema ovis)

3.1.3.8Peitschenwurm (Trichuris spp.)

3.1.3.9Haarwurm (Capillaria bovis)

3.1.3.10Großer Rinderlungenwurm (Dictyocaulus viviparus)

3.1.3.11Großer Schaflungenwurm (Dictyocaulus filaria)

3.1.3.12Kleine Lungenwürmer (Protostrongyliden)

3.1.4Protozoen

3.1.4.1Kokzidien beim Rind (Eimeria spp.)

3.1.4.2Kokzidien beim Schaf (Eimeria spp.)

3.1.4.3Kokzidien bei der Ziege (Eimeria spp.)

3.1.4.4Kryptosporidien (Cryptosporidium spp.)

3.1.4.5Giardien (Giardia duodenalis)

3.2Neuweltkameliden

3.2.1Trematoden

3.2.1.1Großer Leberegel (Fasciola hepatica)

3.2.1.2Kleiner Leberegel, Lanzettegel (Dicrocoelium dendriticum)

3.2.2Zestoden

3.2.2.1Bandwürmer der Familie Anoplocephalidae (Moniezia expansa, M. benedeni)

3.2.3Nematoden

3.2.3.1Trichostrongyliden (Haemonchus, Graphinema Ostertagia, Teladorsagia, Mazamastrongylus, Camelostrongylus, Marshallagia, Lamanema, Trichostrongylus, Cooperia)

3.2.3.2Trichostrongyliden (Nematodirus spp.)

3.2.3.3Dritte Larvenstadien der Trichostrongyliden

3.2.3.4Strongyliden (Chabertia ovina, Oesophagostomum spp.)

3.2.3.5Hakenwurm (Bunostomum trigonocephalum)

3.2.3.6Zwergfadenwurm (Strongyloides papillosus)

3.2.3.7Oxyuren (Skrjabinema ovis)

3.2.3.8Peitschenwurm (Trichuris spp.)

3.2.3.9Haarwurm (Capillaria sp.)

3.2.3.10Großer Rinderlungenwurm (Dictyocaulus viviparus)

3.2.3.11Großer Schaflungenwurm (Dictyocaulus filaria

3.2.3.12Kleine Lungenwürmer (Protostrongyliden)

3.2.3.13„Hirnwurm” (Parelaphostrongylus tenuis)

3.2.4Protozoen

3.2.4.1Kokzidien

3.2.4.2Kryptosporidien (Cryptosporidium spp.)

3.2.4.3Giardien (Giardia duodenalis)

3.3Pferd

3.3.1Trematoden

3.3.1.1Großer Leberegel (Fasciola hepatica)

3.3.1.2Kleiner Leberegel, Lanzettegel (Dicrocoelium dendriticum)

3.3.2Zestoden

3.3.2.1Pferdebandwurm (Anoplocephala spp.)

3.3.3Nematoden

3.3.3.1Strongyliden

3.3.3.2Große Strongyliden des Pferdes

3.3.3.3Erstes Larvenstadium der Strongyliden

3.3.3.4Drittes Larvenstadium der Strongyliden

3.3.3.5Zwergfadenwurm (Strongyloides westeri)

3.3.3.6Zwergfadenwurmlarve (Strongyloides westeri)

3.3.3.7Magenwurm (Habronema spp.)

3.3.3.8Pfriemenschwanz (Oxyuris equi)

3.3.3.9Pferdespulwurm (Parascaris equorum)

3.3.3.10Lungenwurm (Dictyocaulus arnfieldi)

3.3.3.11Lungenwurmlarve (Dictyocaulus arnfieldi

3.3.4Protozoen

3.3.4.1Kokzidien (Eimeria leuckarti)

3.3.4.2Kryptosporidien (Cryptosporidium parvum)

3.3.4.3Giardien (Giardia duodenalis)

3.3.4.4Cycloposthium sp

3.3.5Insektenlarven (Magendasseln Gattung Gasterophilus)

3.4Schwein

3.4.1Nematoden

3.4.1.1Roter Magenwurm (Hyostrongylus rubidus)

3.4.1.2Knötchenwürmer (Oesophagostomum spp.)

3.4.1.3Zwergfadenwurm (Strongyloides ransomi)

3.4.1.4Zwergfadenwurmlarve (Strongyloides ransomi

3.4.1.5Schweinelungenwürmer (Metastrongylus spp.)

3.4.1.6Schweinespulwurm (Ascaris suum)

3.4.1.7Peitschenwurm (Trichuris suis)

3.4.2Protozoen

3.4.2.1Kryptosporidien (Cryptosporidium spp.)

3.4.2.2Giardien (Giardia duodenalis)

3.4.2.3Kokzidien

3.5Hund und Katze

3.5.1Trematoden

3.5.1.1Großer Leberegel (Fasciola hepatica)

3.5.1.2Kleiner Leberegel, Lanzettegel (Dicrocoelium dendriticum)

3.5.1.3Katzenleberegel (Opisthorchis felineus)

3.5.1.4Dunckerscher Muskelegel (Alaria alata)

3.5.2Zestoden

3.5.2.1Kürbiskernförmiger Bandwurm (Dipylidium caninum)

3.5.2.2„Taenien” (Taenia spp., Hydatigera taeniaeform Multiceps spp.)

3.5.2.3Echinococcus spp.

3.5.2.4Mesocestoides spp.

3.5.2.5Spirometra erinaceieuropaei

3.5.2.6Fischbandwurm, Breiter Grubenkopfband-wurm (Diphyllobothrium latum)

3.5.2.7Bandwurmköpfe verschiedener Bandwurma ten

3.5.3Nematoden

3.5.3.1Zwergfadenwurmlarve (Strongyloides stercora lis)

3.5.3.2Hakenwürmer (Ancylostoma, Uncinaria)

3.5.3.3Spulwürmer

3.5.3.4Peitschenwurm (Trichuris vulpis)

3.5.3.5Haarwürmer (Capillaria spp.)

3.5.3.6Spiruriden (Spirocerca lupi)

3.5.3.7Lungenwürmer

3.5.4Protozoen

3.5.4.1Kryptosporidien (Cryptosporidium spp.)

3.5.4.2Toxoplasma gondii

3.5.4.3Neospora caninum

3.5.4.4Sarkosporidien (Sarcocystis spp.)

3.5.4.5Kokzidien beim Hund (Cystoisospora spp.)

3.5.4.6Kokzidien bei der Katze (Cystoisospora spp.)

3.5.4.7Giardien (Giardia duodenalis)

3.5.4.8Tritrichomonas foetus

3.5.5Pentastomida (Zungenwürmer)

3.6Kaninchen

3.6.1Trematoden

3.6.1.1Großer Leberegel (Fasciola hepatica)

3.6.1.2Kleiner Leberegel, Lanzettegel (Dicrocoelium dendriticum)

3.6.2Zestoden

3.6.2.1Bandwürmer der Familie Anoplocephalidae

3.6.3Nematoden

3.6.3.1Graphidium strigosum

3.6.3.2Trichostrongylus retortaeformis

3.6.3.3Zwergfadenwurm (Strongyloides papillosus)

3.6.3.4Oxyuren (Passalurus ambiguus)

3.6.3.5Peitschenwurm (Trichuris leporis)

3.6.3.6Kleine Lungenwürmer (Protostrongylus spp.)

3.6.4Protozoen

3.6.4.1Kokzidien

3.6.4.2Kryptosporidien (Cryptosporidium cuniculus)

3.6.5Hefepilz (Cyniclomyces guttulatus)

3.7Meerschweinchen

3.7.1Trematoden

3.7.1.1Großer Leberegel (Fasciola hepatica)

3.7.1.2Kleiner Leberegel, Lanzettegel (Dicrocoelium dendriticum)

3.7.2Zestoden

3.7.2.1Zwergbandwurm (Hymenolepis nana)

3.7.3Nematoden

3.7.3.1Paraspidodera uncinata

3.7.3.2Trichuris gracilis

3.7.3.3Leberhaarwurm (Capillaria hepatica)

3.7.4Protozoen

3.7.4.1Kokzidien (Eimeria caviae)

3.7.4.2Kryptosporidien (Cryptosporidium wrairi, C. homai)

3.7.4.3Giardien (Giardia spp.)

3.8Maus, Ratte, Hamster

3.8.1Zestoden

3.8.1.1Zwergbandwurm (Hymenolepis nana)

3.8.1.2Rattenbandwurm (Hymenolepis diminuta)

3.8.2Nematoden

3.8.2.1Zwergfadenwurm (Strongyloides ratti)

3.8.2.2Nippostrongylus brasiliensis

3.8.2.3Heterakis spumosa

3.8.2.4Oxyuren

3.8.2.5Peitschenwurm (Trichuris muris)

3.8.2.6Leberhaarwurm (Capillaria hepatica)

3.8.2.7Blasenhaarwurm (Trichosomoides crassicauda

3.8.2.8Nasenhaarwurm (Trichosomoides nasalis)

3.8.3Protozoen

3.8.3.1Kokzidien (Eimeria spp.)

3.8.3.2Kryptosporidien (Cryptosporidium spp.)

3.8.3.3Giardien (Giardia spp.)

3.8.3.4Trichomonaden (Tritrichomonas muris, T. minuta

3.9Igel

3.9.1Trematoden

3.9.1.1Darmegel (Brachylaemus erinacei)

3.9.2Zestoden

3.9.2.1Igelbandwurm (Hymenolepis erinacei)

3.9.3Nematoden

3.9.3.1Schachtelhalmförmiger Lungengwurm (Creno soma striatum)

3.9.3.2Igelmagenwurm (Physaloptera clausa)

3.9.3.3Lungenhaarwurm (Capillaria aerophila)

3.9.3.4Darmhaarwürmer (Capillaria erinacei, C. ovoreticulata)

3.9.4Kratzer

3.9.5Protozoen

3.9.5.1Kokzidien (Isospora rastegaivae)

3.9.5.2Kryptosporidien (Cryptosporidium spp.)

3.9.5.3Giardien (Giardia sp.)

3.10Geflügel

3.10.1Trematoden

3.10.1.1Trematoden, die im Darm parasitieren

3.10.1.2Trematoden, die im Blutgefäßsystem parasit ren (Familie Schistosomatidae)

3.10.2Zestoden

3.10.2.1Davaineidae (Davainea spp., Raillietina spp.)

3.10.2.2Dilepididae (Choanotaenia spp., Amoebotaeni spp.)

3.10.2.3Hymenolepididae

3.10.3Nematoden

3.10.3.1Zwergfadenwurm (Strongyloides avium)

3.10.3.2Luftröhrenwürmer (Syngamus trachea, Cyath toma bronchialis)

3.10.3.3Magenwürmer

3.10.3.4Spulwürmer (Ascaridia spp.)

3.10.3.5Spulwürmer bei Wassergeflügel (Porrocaecum crassum, Contracaecum rudolphii)

3.10.3.6Pfriemenschwänze (Heterakis spp.)

3.10.3.7Rollschwänze, Spiruriden

3.10.3.8Haarwürmer in Ösophagus und Kropf (Capilla ria annulata, C. contorta)

3.10.3.9Haarwürmer im Blinddarm (Capillaria anatis)

3.10.3.10Haarwürmer im Dünndarm (Capillaria bursata, C. caudinflata, C. obsignata)

3.10.4Kratzer

3.10.5Protozoen

3.10.5.1Kokzidien beim Huhn (Eimeria spp.)

3.10.5.2Kokzidien bei der Pute (Eimeria spp.)

3.10.5.3Kokzidien bei der Taube (Eimeria labbeana, E. columbarum)

3.10.5.4Kokzidien bei der Ente und Gans (Eimeria spp Wenyonella spp., Tyzzeria spp.)

3.10.5.5Kryptosporidien (Cryptosporidium baileyi, C. meleagridis, C. galli, C. avium, C. ornithophilus, C. proventriculi)

3.10.5.6Giardien (Giardia psittaci)

3.10.5.7Histomonaden (Histomonas meleagridis)

3.10.5.8Trichomonaden (Trichomonas gallinae, Tetratri chomonas spp.)

3.11Reptilien

3.11.1Trematoden

3.11.1.1Styphlodora spp

3.11.1.2Spirorchis spp

3.11.2Zestoden

3.11.2.1Proteocephalida

3.11.2.2Pseudophyllida (Bothridium, Duthiersia, Scypho cephalus)

3.11.2.3Cyclophyllida (Oochoristica)

3.11.3Nematoden

3.11.3.1Zwergfadenwürmer (Strongyloides spp.)

3.11.3.2Lungengwürmer (Rhabdias, Entomelas, Serpen tirhabdias, Pneumonema, Neoentomelas, Kurilo nema)

3.11.3.3Strongyliden (Kalicephalus spp., Oswaldocruzia spp.)

3.11.3.4Spulwürmer bei der Schlange

3.11.3.5Spulwürmer beim Krokodil

3.11.3.6Spulwürmer bei der Schildkröte (Angusticaecum holopterum)

3.11.3.7Heterakidae (Strongyluris, Spinicauda, Africana, Meteterakis)

3.11.3.8Cosmocercoidea

3.11.3.9Oxyuren bei der Landschildkröte (Tachygonetria, Mehdiella, Alaeuris, Thaparia, Thelandros)

3.11.3.10Oxyuren bei der Echse (Alaeuris, Ozolaimus, Parapharyngodon, Pharyngodon, Skrjabinodon Spauligodon, Tachygonetria, Thelandros)

3.11.3.11Spiruriden (Rollschwänze)

3.11.3.12Haarwürmer

3.11.4Acanthocephala (Kratzer)

3.11.5Protozoen

3.11.5.1Kokzidien

3.11.5.2Kryptosporidien (Cryptosporidium serpentis, C. varanii, C. ducismarci, C. testudinis)

3.11.5.3Gregarinen

3.11.5.4Ziliaten (Nictotherus spp., Balantidium spp.)

3.11.5.5Flagellaten

3.11.5.6Amöben (Entamoeba invadens)

3.11.6Pentastomida (Zungenwürmer)

3.12Pseudoparasiten

3.12.1Darmpassanten

3.12.2Pollen

3.12.3Erdnematoden

3.12.4Milben, Milbeneier

3.12.5Futterbestandteile

3.12.6Futtertierbestandteile

3.12.7Kunstprodukte

3.12.8Fliegeneier, Fliegenlarven

3.12.9Andere Fehlerquellen

Anhang

Literatur

Vorwort zur 2. Auflage

Die koproskopische Untersuchung von Kotproben ist weiterhin ein wichtiger Bestandteil der parasitologischen Diagnostik. Auch wenn sich seit dem Erscheinen der 1. Auflage besonders die molekularbiologischen Methoden rasant weiterentwickelt haben, bleibt die „traditionelle” Untersuchung von Kotproben mit mikroskopischen Untersuchungstechniken und die Bestimmung der Parasiten anhand von morphologischen Merkmalen ein wichtiger Bestandteil der Diagnostik und ermöglicht eine zielgerichtete Therapie. Besonders praktizierenden Tierärzten, Tierarzthelferinnen, Laboranten und Studierenden der Veterinärmedizin soll dieses Buch weiterhin ein praktisches Nachschlagewerk bleiben.

Die überarbeitete, um neue Erkenntnisse ergänzte und korrigierte 2. Auflage wurde um zwei Kapitel über die Parasiten der Neuweltkameliden sowie der Reptilien erweitert, die zunehmend als Haustiere bzw. Heimtiere gehalten werden. Besonders die Reptilienparasiten mit den zahlreichen unterschiedlichen Wirtsarten, angefangen bei Echsen, über Schildkröten, Schlangen bis hin zu den Krokodilen, weisen eine sehr große Artenvielfalt auf, die sich oft deutlich von den bekannten Parasiten der anderen Heimtierarten unterscheidet. Die 2. Auflage wurde um über 100 neue Abbildungen erweitert und ist mit einem umfangreichen Literaturverzeichnis versehen, um es Interessenten zu ermöglichen, tiefer in die Welt der Parasiten „einzutauchen”.

Mein Dank gilt auch diesmal allen Mitarbeiter am Institut für Parasitologie, meiner Frau, die mit ihren Illustrationen das Buch wirkungsvoll ergänzt hat, sowie allen Einsendern von Proben, die es so überhaupt erst ermöglichten, die vielen Parasitenarten zu finden und zu fotografieren.

Besonderer Dank gilt der Schlütersche Fachmedien GmbH, die mein Vorhaben ermöglicht hat, insbesondere Frau Sabine Poppe für die angenehme und unkomplizierte Zusammenarbeit und die stets gewährte fachkundige und kompetente Hilfe und Unterstützung, sowie Martina Kunze für das Lektorat und Sandra Knauer für das Layout und die Gestaltung.

Leipzig, im Frühjahr 2025

Ronald Schmäschke

Vorwort zur 1. Auflage

Die Versuche, Endoparasiten im Kot nachzuweisen, reichen weit zurück. Bereits A. van Leeuwenhoeck fand 1681 mit seinem selbst konstruierten Mikroskop im eigenen Kot Protozoen, möglicherweise Giardien, und teilte seine „Entdeckung” in einem Brief dem Sekretär der Royal Society mit. Seit dieser Zeit sind eine Vielzahl von Verfahren und Methoden zum Nachweis von Endoparasiten durch eine koproskopische Untersuchung entwickelt worden. Viele wurden wieder verworfen, da die Ergebnisse unbefriedigend waren, andere wurden übernommen und vielfach modifiziert, um sie weiter zu verbessern. Einige wurden auch erst in den letzten Jahren neu entwickelt.

Die mikroskopische Untersuchung von Kotproben gehört auch heute noch, trotz vielfältiger anderer diagnostischer Möglichkeiten, zum festen Bestandteil parasitologischer Diagnostik weltweit. Ohne eine angemessene Diagnostik ist keine zielgerichtete Therapie möglich. Am Anfang einer jeglichen Bekämpfung von Parasiten stehen daher stets auch entsprechende direkte oder indirekte Techniken zu deren Nachweis. Für die Durchführung einer hilfreichen Diagnostik müssen die geeigneten Verfahren ausgewählt und präzise durchgeführt werden. Die gefundenen Parasiten und deren Entwicklungsstadien müssen aufgrund ihrer speziellen morphologischen Eigenschaften erkannt und von einer Vielzahl anderer morphologischer Strukturen und „Pseudoparasiten” unterschieden werden.

Dieses Buch ist ein praktischer Leitfaden, um sich in der Welt der koproskopischen Untersuchungen zurechtzufinden und die vielen „Fallstricke für Fehldiagnosen” zu umgehen. Es soll ein hilfreiches Nachschlagewerk für den praktizierenden Tierarzt und die Tiermedizinische Fachangestellte, für die Mitarbeiter in diagnostischen Laboratorien und nicht zuletzt auch für die Studierenden der Veterinärmedizin zur Prüfungsvorbereitung sein.

Hierfür wurde versucht, in den vielen eigenen Fotografien, die charakteristischen Merkmale darzustellen. Die kurzen Beschreibungen der Entwicklungsstadien, die Größenangaben sowie Hinweise zum Vorkommen sollen die Abbildungen dahingehend unterstützen. Die im vorliegenden Buch genannten Größenangaben sind „Zusammenfassungen” aus eigenen Erfahrungen und den im Literaturverzeichnis genannten Quellen, in denen es oft erhebliche Variationen zwischen den einzelnen Autoren gibt.

Mein Dank gilt allen Mitarbeiter am Institut für Parasitologie, die mich bei meinem Vorhaben tatkräftig unterstützt haben und mich reichlich mit besonders schönen und fotogenen Entwicklungsstadien von Parasiten versorgt haben.

Dank gilt auch meiner Familie, die während der Erstellung des Buches auf viele gewohnte Aktivitäten verzichtet und mich von vielen sonst üblichen Aufgaben entlastet hat. Besonderer Dank gilt meiner Frau, Ute Schmäschke, die mit ihren Illustrationen das Buch wirkungsvoll ergänzt hat und auf „kurzem und direktem Weg” auf meine Sonderwünsche eingehen konnte.

Besonderer Dank gilt der Schlüterschen Verlagsgesellschaft, die mein Vorhaben ermöglicht hat, insbesondere Frau Dr. Ulrike Oslage, für die vertrauensvolle Zusammenarbeit und stets gewährte Unterstützung.

Leipzig, im September 2013

Ronald Schmäschke

1Die koproskopische Untersuchung

1.1Allgemeine Grundsätze der koproskopischen Diagnostik

Nicht immer ist ein Parasitenbefall intravital einfach zu erkennen. Auf den nebenstehenden Fotos hingegen ist der rot gefärbte Nematode (Cammalanus cotti,Abb. 1-1), der aus der Analöffnung eines Fisches herausragt, mit bloßem Auge sichtbar und der Schweinespulwurm (Ascaris suum,Abb. 1-2), der mit dem Kot ausgeschieden wurde, aufgrund seiner Größe leicht zu identifizieren. In der Regel ist für den intravitalen Nachweis eines Endoparasitenbefalls eine koproskopische Diagnostik (Koproskopie) notwendig (Abb. 1-3).

Die Gründe für die Durchführung einer koproskopischen Untersuchung können sehr unterschiedlich sein. Im Vordergrund steht die Feststellung eines Parasitenbefalls, um gegebenenfalls eine erforderliche Behandlung einzuleiten. Das Unterlassen einer parasitologischen Kotuntersuchung ist dementsprechend ein den Grundzügen der evidence based medicine widersprechendes Vorgehen (Kaplan u. Nielsen 2010). Je genauer die Diagnose ist, desto besser sind die Voraussetzungen für eine erfolgreiche Behandlung. Die koproskopische Untersuchung kann ebenfalls durchgeführt werden, um den therapeutischen Erfolg einer Behandlung zu kontrollieren und ist bei epidemiologischen Fragestellungen, zur Bestandsüberwachung, bei internationalen Tiertransporten oder bei Gefahr der Übertragung von Parasiten auf den Menschen (Zoonosen) von Bedeutung. Besonders häufig werden Kotproben bei Abgabe oder Neuerwerb eines Tieres, während einer Quarantäne, bei Durchfall, abgemagerten Tieren oder im Zuge von Bekämpfungs- und Überwachungs-programmen zur Tiergesundheit durchgeführt.

Abb. 1-1 Makroskopisch sichtbarer Helminthenbefall bei einem Fisch: Der blutsaugende Nematode Camallanus cotti ragt aus dem After heraus.

Abb. 1-2 Mit dem Kot ausgeschiedener Schweinespulwurm (Ascaris suum). Spulwürmer sind aufgrund ihrer Größe oft bereits mit bloßem Auge zu erkennen.

Abb. 1-3 Verschiedene Helmintheneier im mikroskopischen Bild: Strongylidenei (roter Pfeil), Trichuris-Ei (grüner Pfeil), Strongyloides-Ei (blauer Pfeil), Moniezia-Ei (gelber Pfeil)

BEACHTE

Erst die Diagnose, dann eine gezielte Therapie!

1.1.1Der Vorbericht

1.1.1.1Klinische Untersuchung auf einen Parasitenbefall

Die Ergebnisse einer klinischen Untersuchung durch den Tierarzt und/oder den Besitzer des Tieres können wichtige Hinweise für die koproskopische Diagnostik und zweckmäßige Verfahren liefern bzw. eine Koproskopie zur Abklärung der vorläufig gestellten Diagnose erforderlich machen. Unspezifische Hinweise auf einen Parasitenbefall können sein:

• Abmagerung

• Zurückbleiben der Jungtiere im Wachstum

• Leistungsdepression

• leichtere Ermüdung bei Anstrengung

• Durchfall (dünnflüssig, blutig, schleimig, übelriechend, intermittierend, Abb. 1-4)

• Tenesmus, Verstopfung

• Blut und/oder Schleim im Kot

• glanzloses struppiges Fell/Gefieder

• aufgetriebener Bauch („Spulwurmbauch”)

• blasse Schleimhäute, Ikterus oder Ödeme („Flaschen-bildung” am Kehlgang von Schafen) durch Anämie bei blutsaugenden Parasiten (z. B. Haemonchus contortus, Fasciola hepatica, Hakenwürmer)

Bei Befall der Atmungsorgane mit adulten Parasiten oder deren Wanderstadien (z. B. wandernde Strongyloides- oder Spulwurmlarven, Lungenwürmer, Abb. 1-5) können folgende Symptome auftreten:

• Husten

• Atmungsgeräusche

• erschwerte Atmung, Änderung der Atmungsfrequenz

• Niesen, Nasenausfluss

Abb. 1-4 Dünnflüssiger, gelblicher Kot

Bei Befall der Haut mit eindringenden Infektionslarven (z. B. Strongyloides- oder Hakenwurm-Larven) ist zu beobachten:

• Juckreiz

• Hautrötungen

• Pustel- oder Papelbildung

Bei Hunden mit Bandwurmbefall können aus dem Anus wandernde gravide Bandwurmglieder folgende Symptome hervorrufen:

• vermehrtes Lecken in der Analregion

• scheuern/rutschen mit dem Anus auf dem Boden („Schlittenfahren”)

1.1.1.2Klinisch-chemische Laboruntersuchungen auf einen Parasitenbefall

Auch die Ergebnisse von klinisch-chemischen und hämato-logischen Laborbefunden können auf einen Parasitenbefall hindeuten:

• Eosinophilie: Die Anzahl der eosinophilen Granulozyten ist bei Parasitenbefall oft erhöht.

• Anämie, niedrige Hämatokritwerte: bei Leberegelbefall, Haemonchose, Hakenwurmbefall

• Hypalbuminämie: bei Ostertagiose, Leberegelbefall, Haemonchose

• erhöhte Leberenzymwerte (GLDH, AST) im Serum: bei Leberegelbefall

• erhöhte Pepsinogenkonzentration im Serum: bei Trichostrongylidenbefall im Labmagen

Abb. 1-5 Stark mit Lungenwürmern (Dictyocaulus sp.) befallene Lunge

1.1.1.3Vorbericht des Besitzers, Begleitschreiben zur Probe

Neben den erwähnten Symptomen sollten vom Besitzer im Vorbericht Informationen zu den folgenden Punkten abgefragt bzw. im Begleitschreiben zur Kotprobe vermerkt werden:

• Tierart, Rasse, Kennzeichen, Name und Geschlecht des Tieres

• Alter des Tieres:

– Jungtierparasitosen (Kryptosporidien treten z. B. besonders häufig bei Kälbern in den ersten Lebenswochen und Isopora suis besonders häufig bei Saugferkeln auf)

– Parasitosen, die besonders bei älteren Tieren vorkommen (z. B. Gallengangskokzidiose des Kaninchens)

• Datum der Probennahme

• beobachtete Symptome (seit wann?)

• früher erfolgte parasitologische Untersuchungen und deren Ergebnisse

• Vorbehandlungen des Tieres gegen Parasiten (wann und womit?)

• Auslandsaufenthalte des Tieres

• besondere Verhaltensweisen des Tieres (z. B. Fressen des Kotes anderer Tiere)

• Angaben zur Fütterung und zum Ernährungszustand:

– Art der Futtermittel

– Fütterung von Schlangen mit Nagern (Abb. 1-6)

– Fütterung roher Innereien

– Nutzung des Futters von Flächen, zu denen Wildtiere Zugang haben

Abb. 1-6 Durch die Fütterung mit Mäusen werden in Kotproben von Schlangen häufig Eier von Mäuseparasiten (Darmpassanten) gefunden.

• Angaben zur Haltung/Nutzungsart:

– Einzelhaltung

– Weidehaltung oder ausschließliche Stallhaltung

– weitere Tiere im Haushalt und deren Gesundheitszustand

– gemeinsame Haltung mit anderen Tierarten

– sind Katzen „Freigänger”

– Herkunft der Tiere (Ausland, Tierheim, Haltung beim Vorbesitzer)

– Hütehunde (Abb. 1-7)

Abb. 1-7 Hütehunde können durch Fressen von Schafkot Eier von Schafparasiten ausscheiden (Darmpassanten).

Abb. 1-8 Zwischenwirt Moosmilbe mit zwei Bandwurmfinnen (Zystizerkoide , rote Pfeile)

• Kontakt zu möglichen Zwischenwirten, z. B. Flöhen, Moosmilben, Wasserflöhen, Regenwürmern, Schnecken, Ameisen, Fischen, Mäusen (Abb. 1-8)

• Kontakt zu Wildtieren (jagdlich genutzte Hunde, Grundstück am Wald, Wildwiederkäuern zugängliche Weiden)

• Angaben zum Biotop (z. B. Leberegelschadgebiete)

• Erkrankungen beim Menschen im gleichen Haushalt (Kryptosporidien)

1.1.2Das Untersuchungsmaterial

Die Qualität und Aussagekraft des Befundes einer koproskopischen Untersuchung hängen in besonderem Maße von der richtigen Entnahme, Aufbewahrung und dem Transport der Kotprobe ab.

1.1.2.1Entnahme und Entnahmetechniken

Für die koproskopische Untersuchung sollten möglichst rektal entnommene bzw. frisch abgesetzte Kotproben verwendet werden. Diese können den jeweiligen Tieren eindeutig zugeordnet und der Entwicklungszustand darin enthaltener Parasitenstadien genauer abgeschätzt werden. Kot, der längere Zeit auf dem Erdboden gelegen hat, sollte vermieden werden, da hier oft Erdnematoden einwandern, die eine Diagnose unter Umständen erheblich erschweren können (Abb. 1-9, Abb. 1-10). Lassen sich solche Proben nicht vermeiden, muss der Untersucher darüber unterrichtet werden.

Abb. 1-9 Pferdekotprobe, die schon längere Zeit auf dem Boden liegt. Parasitäre Entwicklungsstadien entwickeln sich weiter und Erdnematoden wandern in die Probe ein, wodurch die Diagnose erschwert wird.

Das Untersuchungsmaterial sollte in dicht schließenden und eindeutig beschrifteten Gefäßen gelagert (Abb. 1-11) und auf schnellstem Weg ins Labor gebracht bzw. durch den Tierarzt untersucht werden. Ist dieses nicht möglich, müssen die Proben im Kühlschrank zwischengelagert werden. Ungeeignet für den Transport/Versand von Kotproben sind folgende Gefäße (Abb. 1-12):

• Gefäße mit „engem Hals”: die Proben sind schlecht zu entnehmen und zu begutachten (Bandwurmglieder!)

• unsaubere, kotverschmutzte Probengefäße: Gefahr der Kontamination

• unsaubere Gefäße, in denen sich noch Reste von Nahrungsmitteln oder Kosmetika befinden: können die Untersuchung beeinflussen

• zerbrechliche Gefäße/nicht dicht schließende Gefäße: Gefahr des Auslaufens

• Papier, Toilettenpapier, Alufolie etc. zum Einwickeln der Proben

Die für die koproskopischen Untersuchungen benötigte Kotmenge hängt in erster Linie von der Anzahl der zum Einsatz kommenden Verfahren ab. Routinemäßig wird bei den meisten Tierarten das Flotationsverfahren eingesetzt, bei Wiederkäuern und Igeln zusätzlich das Auswander- und Sedimentationsverfahren. Richtwerte für die etwa benötigten Kotmengen sind wie folgt:

• Rind, Pferd, Esel: 30-50 g

• Schaf, Ziege, Schwein: 10-20 g

• Hund, Katze, Kaninchen, Igel: 5-10 g

• Huhn, Pute, Gans, Ente, Taube, Kleinnager: 2-3 g

Abb. 1-10 Erdnematoden in einer Kotprobe können zu Fehlinterpretationen und Verwechselungen mit Parasitenlarven führen.

Bei Bestandskontrollen sollte eine repräsentative Stichprobengröße gewählt werden (je nach Bestandsgröße 5-10 %). Fürwiss. Untersuchungen (z. B. epidemiologische/pharmakologische Studien, faunistische Untersuchungen, Wirksamkeitsnachweise) ist diese durch statistische Tests vorgegeben.

Da bei vielen Parasitenarten die Eiausscheidung nicht kontinuierlich, sondern schubweise erfolgt, ist es häufig sinnvoll, Kotproben über drei Tage zu sammeln (kühle Aufbewahrung) und die Probe vor der Untersuchung zu poolen.

Vor der eigentlichen Bearbeitung der Proben müssen diese makroskopisch begutachtet (Blutbeimengungen, Durchfall) und auf ausgeschiedene Nematoden, Bandwurmglieder oder Trematoden untersucht werden. Dabei sind unbedingt die Probengefäße und deren Deckel in die Begutachtung mit einzubeziehen, da z.B. Bandwurmglieder beweglich sind und den Kot gerne verlassen. Diese werden häufig übersehen, besonders wenn sie eingetrocknet und dann nur schwer zu erkennen sind (reiskornähnliches Erscheinungsbild).

1.1.2.2Einsendung der Proben

Bei der Einsendung von Kotproben an ein Untersuchungslabor gelten ebenfalls die im vorangegangenen Abschnitt geschilderten Hinweise.

• Bei Postversand müssen die Vorschriften für den Versand von potenziell infektiösem Material beachtet werden (evtl. kann auch ein Kurierdienst für den Versand der Proben genutzt werden).

• auf eine leserliche und dauerhafte Kennzeichnung mit einem nicht abwischbaren Stift achten, besonders bei mehreren Proben

Abb. 1-11 Geeignete Gefäße für Kotproben: leicht, dicht schließend, gut zu beschriften, ausreichende Größe, Kotprobe kann gut beurteilt und entnommen werden

• Begleitschreiben mit Vorbericht beilegen (Kap. 1.1.1)

• Tierart, Rasse, Geschlecht, Alter, Kennzeichnung des Tieres (Rufname, Ohrmarke, Tätowierung, Chipnummer) angeben

• gewünschte Untersuchung oder Untersuchungsverfahren angeben

• Adresse vom Einsender und Tierarzt nicht vergessen

• Telefon-, Faxnummer und E-Mail-Adresse für eine schnelle Benachrichtigung oder Rückfragen angeben

• Rechnungsanschrift angeben (an Tierarzt oder Besitzer?)

• An wen geht der Befund (Tierarzt, Besitzer, beide?)

Abb. 1-12 Ungeeignete Gefäße für Kotproben: schwer, nicht dicht schließend, schlecht zu beschriften, z. T. zu klein, Kotprobe kann schlecht beurteilt und entnommen werden

Abb. 1-13 Parasiten vom Pferd in einer Zellkulturflasche zu Demonstrationszwecken: Anoplocephala perfoliata (grüner Pfeil), Großer Strongylide (blauer Pfeil), Kleiner Strongylide (gelber Pfeil), Oxyuris equi (roter Pfeil)

Hat man die Wahl, sollte die Probe so eingesendet werden, dass sie das Labor voraussichtlich nicht am Wochenende oder an einem Feiertag erreicht. Notfalls kann die Probe fixiert/konserviert werden. Bei Einsendung eines größeren Probenumfangs oder gewünschten Spezialuntersuchungen sollte man dies vorher mit dem Labor telefonisch abstimmen.

1.1.2.3Fixierung bzw. Aufbewahrung der Proben

Unter Umständen kann es notwendig sein, Parasiten zu fixieren bzw. zu konservieren, da sie sich sonst sehr schnell zersetzen und daraufhin nicht mehr zu bestimmen sind. Gründe dafür können z. B. sein:

• Versand bzw. Untersuchung der Probe ist zum gegenwärtigen Zeitpunkt nicht möglich (Wochenende, Feiertage).

• Probe soll noch an ein Speziallabor weitergeleitet oder durch einen Spezialisten begutachtet werden.

• Probe enthält auf den Menschen übertragbare Erreger.

• Probe soll dem Besitzer später gezeigt werden.

• Probe wird als Beweismittel bei forensischen Fällen benötigt.

• Probe soll für Aus-/Weiterbildungen genutzt werden (Abb. 1-13).

• Probe soll für den Aufbau einer Vergleichssammlung genutzt werden.

Abb. 1-14 Fixierte Trematoden: Großer Leberegel (blauer Pfeil), Kleiner Leberegel (roter Pfeil)

Trematoden, Zestoden: Parasiten mit Wasser oder physiologischer Kochsalz-Lösung von Kotbestandteilen und Schleim reinigen und zwölf Stunden zur Erschlaffung in sauberes Wasser legen (Abb. 1-14). Wenn sichergestellt ist, dass die Parasiten das Untersuchungslabor innerhalb von 24 Stunden erreichen, können sie gleich in Wasser verschickt werden. Andernfalls müssen sie in 70%igem Ethanol (weniger gut geeignet ist 2-4%iges Formaldehyd) fixiert werden. Bei sehr dicken Exemplaren kann die Fixierung zwischen zwei durch Gummibänder zusammengehaltene Glasplatten erfolgen, wodurch sie gepresst werden.

Nematoden: Zersetzen sich schneller und werden nach einer kurzen Säuberung in Wasser mit auf 70°C erhitztem Ethanol fixiert und konserviert, evtl. mit einem Zusatz von 2-5 % Glycerin. Die Fixierung mit erhitztem Alkohol führt zur Streckung der Nematoden (Abb. 1-15), so dass sie besser vermessen und mikroskopiert werden können. Bei kleineren Nematoden eignet sich auch 2-4 %iges Formaldehyd.

Kotproben: Das Kotsediment kann gut durch den Zusatz von 2-4%igem Formaldehyd, das man auf ca. 70 °C erhitzt hat, konserviert werden.

BEACHTE

Proben, die mit molekularbiologischen Methoden (PCR, Sequenzanalyse) untersucht werden sollen, niemals in Formalin fixieren!

Abb. 1-15 Durch die Fixierung in auf 70°C erhitztem, 70%igem Ethanol werden die Spulwürmer gestreckt.

1.1.3Benötigte Ausstattung für die koproskopische Diagnostik

Einige koproskopische Untersuchungsverfahren sind sehr einfach und mit relativ wenig Aufwand durchzuführen, so dass sie sich auch für die Tierarztpraxis eignen. Für den Nachweis einiger Parasiten existieren auch kommerziell erhältliche Testkits. Die folgende Liste enthält Vorschläge für Materialien, Geräte und Chemikalien, die, je nach Umfang der eingesetzten Verfahren, für die koproskopische Diagnostik benötigt werden.

1.1.3.1Geräte

• Durchlichtmikroskop (Abb. 1-16)

• Kühlschrank

• evtl. Zentrifuge (Drehzahl bis 5000 U/min)

• Laborwaage, Kurzzeitwecker, Magnetrührer

• Spitzgläser (Abb. 1-17), Bechergläser (250 ml)

• Glastrichter, Silikonschläuche, Schlauchklemmen, Trichterstativ

• Messbecher, Messzylinder

• hohe und flache Glasschalen

• Schere, Pinzette, Skalpell, Präpariernadeln

• Teesiebe (Maschenweite ca. 250-300 µm)

• Mörser und Pistill, Einwegschalen aus Plastik, Spritzflasche

• Färbebank und-küvette

• McMaster-Kammern, Kompressorium

• Abfalleimer, Behälter für flüssigen Sondermüll

• Aerometer zur Dichtemessung der Flotationslösungen (Abb. 1-18)

Abb. 1-16 Mikroskopieren im Labor

Abb. 1-17 Das Spitzglas ist für die koproskopische Diagnostik sehr gut geeignet und vielseitig einsetzbar.

Abb. 1-18 Aerometer (Dichtespindel) zur Dichtemessung von Flotationslösungen

1.1.3.2Verbrauchsmaterialien

• Objektträger, Deckgläschen

• Petrischalen (Durchmesser 8-10 cm), Plastikschälchen

• Reagenzgläser, Reagenzglasständer, Zentrifugenröhrchen

• Pasteurpipetten, Holzspatel, Filterpapier, Gaze

• rechtwinklig abgebogene Drahtösen (Durchmesser ca. 6 mm) mit Ösenhalter

• wasserfeste Stifte, Immersionsöl

• Vermiculit oder sterilisierte Sägespäne

1.1.3.3Chemikalien

• Flotationslösungen:

– gesättigte Kochsalz-Lösung (NaCl, spezifisches Gewicht 1,2)

– Zinksulfat-Lösung (ZnSO4, spezifisches Gewicht 1,3)

– Natriumnitrat-Lösung (NaNO3, spezifisches Gewicht 1,2–1,3)

– Zinkchlorid-Kochsalz-Lösung (ZnCl2+NaCl, spezifisches Gewicht 1,3)

– „Sheathers Zuckerlösung” (spezifisches Gewicht 1,3)

• Essigsäure

• Dietylether (Explosionsgefahr bei unsachgemäßem Umgang)

• Natriumazetat, Ethylazetat, Merthiolat-Lösung

• Karbolfuchsin

• Lugol-Lösung, Methylenblau

• Laktophenol, Kreosot, Glycerin (zum Aufhellen von Nematoden)

• Kaliumdichromat

• Kalialaun, Karmin, Nelkenöl (zum Färben von Trematoden)

• Karmin, 30%ige wässrige Milchsäure, 1%ige Eisenchlorid-Lösung (zum Färben von Zestoden)

• physiologische Kochsalz-Lösung

• Formaldehyd

• Ethanol (70 %, 80 %, 96 %, absolut), Xylol

1.1.3.4Mikroskop

Es können bereits mit relativ einfachen Durchlichtmikroskopen gute Ergebnisse erzielt werden. Sie sollten möglichst die folgende Mindestausstattung aufweisen:

• Objektive (z. B. 4×, 10×, 40×, Ölimmersion: 60× oder 100×)

• Okulare (10×), Messokulare

• Kondensor

• Beleuchtungseinrichtung

Abb. 1-19 Untersuchung einer Schafkotprobe. Mikroskopieren mit dem 4×-Objektiv; Magen-Darm-Strongyliden-Eier sind mit etwas Übung zu finden (rote Pfeile).

Um eine gute Abbildungsleistung zu erreichen, sollte die Beleuchtung optimal eingestellt werden. Dazu dient die Köhlersche Beleuchtung, die eine ideale Lichtführung gewährleistet – das „Köhlern”:

• Licht einschalten und Kondensor in die oberste Position bringen

• Präparat auflegen und scharf stellen

• Leuchtfeldblende am Stativfuß vollständig schließen

• Kondensor in der Höhe verstellen, bis das Abbild der Leuchtfeldblende im Gesichtsfeld scharf wird

• Mit den Zentrierschrauben am Kondensor das Abbild der Leuchtfeldblende in die Mitte des Gesichtsfeldes bringen

• Leuchtfeldblende so weit öffnen, bis sie gerade aus dem Gesichtsfeld verschwindet

• Mit der Aperturblende am Kondensor den optimalen Kontrast einstellen (wenn das Okular aus dem Tubus genommen wird, sollte der Durchmesser der dann sichtbaren Aperturblende etwa zwei Drittel des Gesichtsfeldes betragen).

Beim Mikroskopieren werden die Präparate zunächst mit den kleinen Vergrößerungen mäanderförmig nach verdächtigen Gebilden abgesucht. Dazu kann man, je nach Erfahrung und Routine und in Abhängigkeit von der Übersichtlichkeit des jeweiligen Präparates bzw. den zu erwartenden Parasitenstadien, mit dem 4×- oder 10×-Objektiv beginnen (Abb. 1-19, Abb. 1-20). Bei Bedarf kann für Details oder in Zweifels-fällen auf das 40×-Objektiv gestellt werden (Abb. 1-21). Auch für genaue Messungen sollte das größtmögliche Objektiv verwendet werden. Protozoen wird man oft mit der Ölimmersion untersuchen müssen. Am Objektivrevolver sollte immer von den kleinen zu den größeren Objektiven gedreht werden, um ein eintauchen des 40×-Objektivs in die Probe zu verhindern.

Abb. 1-20 Untersuchung einer Schafkotprobe. Mikroskopieren mit dem 10×-Objektiv; Magen-Darm-Strongyliden-Eier sind gut zu finden (rote Pfeile).

Eine Möglichkeit zur Größenmessung der zu mikroskopierenden Objekte ist eine sehr hilfreiche Zusatzeinrichtung: Durch Einsetzen einer Okularmessscheibe in ein vorhandenes Okular oder durch Anschaffung eines zusätzlichen Messokulars ist man in der Lage, die Größen von Parasiteneiern exakt zu ermitteln. Die Größenangaben spielen in der koproskopischen Diagnostik oft eine große Rolle für die Artbestimmung. Für ein exaktes Arbeiten müssen diese Messein-richtungen aber vor dem Einsatz unbedingt geeicht werden. Dabei wird jedem Objektiv ein eigener Faktor zugewiesen, mit dem die im Okularmikrometer festgestellten Teilstriche multipliziert werden müssen.

1.1.4Der Befund

Der nach der koproskopischen Untersuchung zu erstellende Befund beschreibt das konkrete Ergebnis der Untersuchung einer bestimmten Kotprobe mit einer oder mehreren Untersuchungsmethoden (Abb. 1-22). Ein negatives Ergebnis in der untersuchten Probe schließt nicht generell einen tatsächlichen Parasitenbefall aus. Die Ursachen dafür können verschieden sein:

Abb. 1-21 Untersuchung einer Schafkotprobe. Mikroskopieren mit dem 40×-Objektiv. An den Magen-Darm-Strongyliden-Eiern sind Details erkennbar.

Abb. 1-22 Beispiel eines Befundes

• Es liegt eine frische Infektion vor und die Parasiten sind noch nicht geschlechtsreif, so dass keine nachweisbaren Eier oder Larven ausgeschieden werden (Präpatentperiode noch nicht abgelaufen).

• Es liegt eine ältere Infektion vor und viele der Würmer befinden sich bereits in der Postpatentperiode und scheiden keine oder nur noch wenige Eier aus.

Abb. 1-23 Eier vom Kleinen Leberegel werden schubweise ausgeschieden.

• Die Entwicklungsstadien werden schubweise und unregelmäßig ausgeschieden, z. B. die Eier des Kleinen Leberegels (Dicrocoelium dendriticum,Abb. 1-23).

• Die Eier sind nicht gleichmäßig im Kot verteilt (Eier von Dickdarmwürmern, z.B. Trichuris).

• saisonale Schwankungen in der Eiausscheidung

•spring rise (erhöhte Eiproduktion der im Wirt überwin-ternden Würmer im Frühjahr)

•self cure (Abgang geschlechtsreifer Würmer [Selbstheilung, Selbstreinigung] und eine damit einhergehende Abnahme der Eiproduktion)

•crowding, Crowding-Effekt (bei massiven Infektionen oder sehr hohen Wurmbürden in den Wirten reduzieren die Parasiten die Eiausscheidung, stellen diese ein oder werden gar nicht geschlechtsreif)

• Infektion eines Nebenwirts (die Eiproduktion bei euryxenen [breitwirtigen] Wirten ist in den Nebenwirten geringer als in den Hauptwirten)

• Immunitätsprozesse (nach der Infektion mit einer Parasitenart werden nach einer erneuten Infektion mit diesem Parasiten weniger oder keine Entwicklungsstadien mehr ausgeschieden, z. B. bei vielen Kokzidienarten)

• Altersresistenz (ältere Tiere sind weniger empfänglich für eine Infektion mit Parasiten, z. B. nimmt die Anzahl der Becherzellen im Dünndarm bei älteren Hühnern zu, diese produzieren eine Schleimsubstanz, welche die Infektion mit Spulwürmern hemmt)

• Jugendresistenz (Eileiteregel [Prosthogonimus spp.] benötigen z. B. für ihre Entwicklung die Eileiter des adulten Huhnes, in den noch nicht ausgereiften Eileitern von Jungtieren ist eine Infektion nicht möglich)

Abb. 1-24 Ein Hund hat Kaninchenkot gefressen: Kokzidien-Oozysten vom Kaninchen als Darmpassanten im Hundekot; beim Hund gibt es keine Kokzidien-Oozysten mit Mikropyle (grüne Pfeile); die Taenien-Onkosphäre (roter Pfeil) gehört zum Hund.

• Rasseresistenz (verschiedene Hühnerrassen sollen eine unterschiedliche Empfänglichkeit für Spulwurmbefall haben)

• Die Ausscheidung ist sehr gering, so dass sie unter der Nachweisgrenze des verwendeten Verfahrens liegt.

• Das verwendete Verfahren ist für den Nachweis bestimmter Parasiteneier ungeeignet (so können beim Einsatz von gesättigter Kochsalz-Lösung als Flotationsmittel schwere Nematodeneier schlecht oder gar nicht nachgewiesen werden, z.B. bei Trichuris-Eiern).

Es sind aber auch falsch-positive Ergebnisse möglich. Im Kapitel Pseudoparasiten (Kap. 3.12) wird auf Darmpassanten hingewiesen, die zu einem falschen Ergebnis führen und einen Parasitenbefall vortäuschen (Abb. 1-24).

Wenn die Untersuchungsverfahren im Labor nach einem standardisierten Prozessablauf durchgeführt werden (immer gleiche abgewogene Ausgangsmenge Kot, gleiche Verfahrensdurchführung und gleiche Auswertung unter dem Mikroskop), sind semiquantitative Aussagen möglich. So kann sich z. B. bei Durchführung der Flotationsmethode bei Untersuchung von drei mit der Öse abgenommenen Tropfen auf dem Objektträger durch Auszählen der gefundenen Eier folgende Skalierung/Bewertung ergeben (Tab. 1-1).

Solche Bewertungsschemata sind „hausintern” und variieren je nach Labor (Abb. 1-25, Abb. 1-26, Abb. 1-27). Üblich sind auch Angaben zur Häufigkeit der Eier (+ bis ++++). Bewertungsschlüssel werden von den Kunden oft gewünscht, sind aber mit entsprechender Vorsicht zu bewerten. Man darf aus der Menge der gefundenen Eier oder Oozysten nicht ohne Weiteres auf den tatsächlichen Wurmbefall schließen. Die Anzahl der ausgeschiedenen/ nachgewiesenen Eier korreliert oft nicht mit der tatsächlich vorhandenen Wurmbürde im Wirtstier. So kann z. B. ein sehr starker Wurmbefall vorliegen, wenn es sich aber um eine frische Infektion handelt, sind die meisten Würmer noch nicht geschlechtsreif und produzieren nur wenige oder keine Eier. So wird eine niedrige Befallsintensität vorgetäuscht. Bei einigen Wurmarten erfolgt die Eiproduktion schubweise, auch dadurch kann es zu Fehlinterpretationen kommen. Bei einer starken Wurmpopulation kann ein „Crowding-Effekt” auftreten, d. h. die Fertilität der Würmer sinkt, die Schadwirkung durch die vielen Würmer bleibt aber bestehen. Für eine quantitative Bestimmung der Eizahlen (Eier je Gramm Kot, Oozysten je Gramm Kot) ist die McMaster-Methode wesentlich besser geeignet, da sie genauere Ergebnisse liefert. Die oben genannten Probleme zur Korrelation von Eizahl zu Wurmbürde bestehen aber auch hier.

Abb. 1-25 Vereinzelte Kokzidien-Oozysten (+) in der Kotprobe einer Ziege

Tab. 1-1 Tierartspezifische, semiquantitative Beurteilung der bei einer Flotation gefundenen Parasitenstadien

Tierart

Menge nachgewiesener Parasitenstadien

Befund

Pferd, Rind

1–56–1011–1516–20> 20

vereinzeltwenigemäßige Mengenzahlreichmassenhaft

Schaf, Ziege

1–56–1011–20> 20nicht zählbar

vereinzeltwenigemäßige Mengenzahlreichmassenhaft

Schwein

1–56–1011–1516–20> 20

vereinzeltwenigemäßige Mengenzahlreichmassenhaft

Hund, Katze

1–56–1011–20> 20

vereinzeltwenigemäßige Mengenzahlreich

Geflügel

1-56-1011-20> 20

vereinzeltwenigemäßige Mengenzahlreich

Abb. 1-26 Zahlreiche Kokzidien-Oozysten (+++) in der Kotprobe einer Ziege

Abb. 1-27 Massenhaft Kokzidien-Oozysten (++++) in der Kotprobe einer Ziege

Abb. 1-28 Mit Lugolscher Lösung angefärbter Erdnematode, dadurch wird der Ösophagus gut sichtbar

1.2Beschreibung von Adultstadien

Gelegentlich werden von den Tierbesitzern auch Adultstadien von Helminthen, die diese im Kot ihrer Tiere gefunden haben, an den Tierarzt zur weiteren Bestimmung übergeben bzw. an das Labor geschickt. Bei der makroskopischen Kotuntersuchung können adulte Helminthen, die als ganze Würmer oder in Teilstücken (Bandwurmglieder) mit dem Kot abgehen, gefunden werden. Daher steht vor jeder weiteren Untersuchung einer Kotprobe deren genaue Adspektion, einschließlich der Probengefäße und Deckel, auf denen sich bewegliche Bandwurmglieder befinden können. Verdächtige Strukturen werden mit der Pinzette entnommen und unter einer Lupe und/oder dem Mikroskop betrachtet. Besonders im Kot von Fleischfressern werden Bindegewebsreste aus dem Futter schnell mit Bandwurmgliedern oder Spulwürmern verwechselt. Nicht eindeutig bestimmbare Gebilde können zur genaueren Diagnose weiterbearbeitet werden:

• Aufhellen der gefundenen Nematoden durch Einlegen in Glycerin, Laktophenol oder Kreosot zum Sichtbarmachen der inneren oder der kutikulären Strukturen

• leichtes Anfärben durch Zugabe von einem Tropfen Lugolscher Lösung unter das Deckglas, besonders für Larvenstadien geeignet (Abb. 1-28)

• Färben zur Diagnose von Zestoden und Trematoden, z. B. Alaun-Karmin-Färbung oder Milchsäure-Karmin-Färbung (Abb. 1-29)

• Quetschen zwischen zwei Objektträgern oder mit einem Kompressorium zum Sichtbarmachen innerer Strukturen (z.B. Bandwurmdiagnose beim Fleischfresser durch Sichtbarmachen der Lage der Genitalpori)

• weitere molekularbiologische Untersuchung mit PCR

Abb. 1-29 Mit Alaun-Karmin gefärbter Trematode (Notocotylus sp.) einer Ente

Abb. 1-30 Fliegeneier als Pseudoparasiten in einer Kotprobe

Besonders im Sommer können Fliegen ihre Eier (Abb. 1-30) auf der Kotprobe ablegen. Diese Fliegeneier und die daraus schlüpfenden Larvenstadien ( Pseudoparasiten, Kap. 3.12) müssen von echten Parasiten abgegrenzt werden.

1.2.1Trematoden (Saugwürmer)

Die Trematoden (Saugwürmer) bilden innerhalb der Plattwürmer (Stamm Platyhelmintha, Syn. Platyhelminthes, Plathelminthes) den Unterstamm Trematoda mit den beiden Klassen:

•Aspidogastrea (Syn. Aspidobothrii): Parasiten in Schnecken, Muscheln, Fischen, Wasserschildkröten, ca. 40–60 Arten

•Digenea (Syn. Malacobothrii): veterinärmedizinisch bedeutsame Klasse mit ca. 8000 parasitisch lebenden Arten

Abb. 1-31 Querschnitt vom Großen Leberegel im Gallengang: Hautmuskelschlauch (roter Pfeil), Parenchym (blauer Pfeil), Dornen (grüne Pfeile)

Abb. 1-32 Trematode vom Igel (Brachylaemus erinacei, Kali-Alaun-Färbung): Mundsaugnapf (grüner Pfeil), Bauchsaugnapf (hellblauer Pfeil), Ovar (gelber Pfeil), Dotterstock (oranger Pfeil), Uterus (dunkelblauer Pfeil), Hoden (rote Pfeile)

Nach älteren Lehrbüchern zählt auch die Klasse Monogenea (Hakensaugwürmer, Syn. Pectobothrii), als häufige Parasiten bei Fischen, zu den Trematoden. Die neuere Systematik stellt sie aber in die systematische Nähe der Bandwürmer.

Morphologische Merkmale der Digenea (Abb. 1-31, Abb. 1-32, Abb. 1-33, Abb. 1-34):

• meist dorsoventral abgeflachter, nicht gegliederter Körper (Plattwürmer)

• blatt-, lanzett-, oder birnenförmig, selten zylindrisch

• Hautmuskelschlauch, der mit Schuppen oder Stacheln besetzt sein kann (Abb. 1-31)

• mit Parenchym gefüllte Leibeshöhle (parenchymatöse Würmer), in dem die Organe eingebettet sind (Abb. 1-31)

• zwei Saugnäpfe (Mundsaugnapf, Bauchsaugnapf)

• Pharynx, kurzer Ösophagus

• blind endender Gabeldarm

Abb. 1-33 Ausschnitt vom Kleinen Leberegel: Bauchsaugnapf (roter Pfeil), Uterusschlinge mit Ei (gelber Pfeil), Gabeldarm (grüner Pfeil), Zirrusbeutel (hellblauer Pfeil) mit Zirrus (dunkelblauer Pfeil)

Abb. 1-34 Schematischer Bauplan eines Trematoden

• Zwitter (außer Pärchenegel der Familie Schistosomatidae):

– Ovar, Dotterstock, Ootyp, Uterus

– Hoden, Zirrus, Zirrusbeutel

• keine Zirkulations- und Atmungsorgane

• Exkretionsblase, Exkretionsporus

• zusammengesetzte Eier (Eizelle, Dotterzellen), meist gedeckelt (Operculum):

– Eiinhalt ungefurcht, füllt gesamtes Ei aus

– Ei enthält bereits das erste Larvenstadium (Mirazidium, Wimpernlarve)

BEACHTE

Für die Bestimmung von adulten Trematoden spielen besonders die Lage und Form der Saugnäpfe und inneren Organe, die Körperform und -oberfläche und die Größe des Parasiten eine Rolle. Dafür müssen die Trematoden in der Regel angefärbt werden (Alaun-Karmin-, Milchsäure-Karmin- oder Borax-Karmin-Färbung).

1.2.2Zestoden (Bandwürmer)

Die Zestoden (Bandwürmer) bilden innerhalb der Plattwürmer (Stamm Platyhelmintha) den Unterstamm Cercomeromorpha (Hakenplattwürmer) mit den beiden Klassen:

•Monogenea (Syn. Pectobothrii) als Parasiten bei Fischen (an Haut, Kiemen): am Hinterende typischer Haftapparat (Opisthaptor) mit zentralen und randständigen Haken, diese Parasiten spielen in der koproskopischen Diagnostik keine Rolle

•Cestodea (Bandwürmer): Klasse mit ca. 1000 ausschließlich parasitisch lebenden Arten, von den beiden veterinärmedizinisch relevanten Ordnungen stehen vor allem die cyclophilliden Bandwürmer im Vordergrund:

– Ordnung Pseudophyllida (Syn. Pseudophyllidea)

– Ordnung Cyclophyllida (Syn. Cyclophyllidea)

Morphologische Merkmale:

• dorsoventral abgeflachter, bandförmiger Körper (Plattwürmer)

• Hautmuskelschlauch, mit Parenchym gefüllte Leibeshöhle (parenchymatöse Würmer), in dem die Organe eingebettet sind

• kein eigenes Verdauungssystem (Nahrung wird über die Körperoberfläche aufgenommen)

• keine Zirkulations- und Atmungsorgane

• ovale, aus konzentrisch angelagerten Schichten anorganischer Substanzen bestehende und von einer Membran umgebene Kalkkörperchen, sind im Gewebe eingelagert (Hilfe bei der Diagnostik, typisch für Bandwurmfinnen, Abb. 1-35)

• Exkretionskanäle (Quer- und Längskanäle)

• Gliederung in einen Kopf (Skolex) und eine Gliederkette (Strobila)

• Skolex länglich bis kugelig:

– mit langgestreckten, röhren- oder becherförmigen Sauggruben (Bothrien) bei Pseudophyllida (Abb. 1-36)

– mit vier Saugnäpfen (Acetabula) bei den Cyclophyllida (diese können mit feinen Häkchen versehen sein)

– mit oder ohne vorstülpbaren Rüsselchen (Rostellum)

– mit (bewaffnet, Abb. 1-37) oder ohne (unbewaffnet, Abb. 1-38) Hakenkränze (Anzahl der Kränze und Haken sowie Form und Größe der Haken sind wichtige Bestimmungsmerkmale der Arten)

• wenig differenzierte Halszone (auch Proliferationsoder Wachstumszone genannt)

• Strobila mit unterschiedlicher Anzahl (wenige bis über 4000) an Bandwurmgliedern (Proglottiden)

– Länge der Strobila reicht von wenigen Millimetern bis zu 25 m

– Im vorderen Teil der Strobila befinden sich geschlechtsreife Proglottiden, im hinteren Teil gravide Proglottiden.

• geschlechtsreife Proglottide:

– Zwitter

– Genitalporus ist flächen- oder randständig unilateral (auf einer Seite) gelegen, regelmäßig oder unregelmäßig alternierend

– Je nach Art gibt es ein oder zwei komplette Sätze männlicher und weiblicher Geschlechtsorgane:

– Hoden, Vasa efferentia, Vas deferens, Zirrus, Zirrusbeutel

– Ovar, Dotterstock, Ootyp, Vagina, Uterus (noch unterentwickelt)

• Die gravide Proglottide enthält nur noch den mit Eiern gefüllten Uterus.

Abb. 1-35 Histologischer Schnitt einer Bandwurmfinne von Taenia pisiformis: Saugnapf (gelber Pfeil), Haken (grüner Pfeil), Kalkkörperchen (blauer Pfeil)

Abb. 1-36 Bandwurm der Ordnung Pseudophyllida (Bothridium sp.): Skolex mit zwei langgestreckten Bothrien (Sauggruben)

Abb. 1-37 Skolex eines bewaffneten Bandwurms (Taenia sp.): Hakenkränze (roter Pfeil), Rostellum (grüner Pfeil), Saugnäpfe (gelbe Pfeile)

Abb. 1-38 Unbewaffneter Skolex von Anoplocephala perfoliata: Saugnäpfe (blaue Pfeile), Proliferationszone (grüner Pfeil)

Für die Artbestimmung von Bandwürmern spielen besonders die Morphologie des Skolex (Anzahl, Form und Größe der Haken, Abb. 1-39, Rostellum, Saugnäpfe), die Lage und Form der Geschlechtsorgane in den geschlechtsreifen Gliedern (Abb. 1-40, Abb. 1-41) bzw. die Lage der Genitalpori sowie die Uterusform und die darin enthaltenen Eier in den graviden Gliedern (Abb. 1-42) eine Rolle. Dafür müssen die Zestoden in der Regel angefärbt werden (Alaun-Karmin-, Milchsäure-Karmin- oder Borax-Karmin-Färbung). Auch die Größe und Form der Proglottiden ist bedeutsam.

1.2.3Nematoden (Fadenwürmer)

Der Stamm Nematoda (Syn. Nemathelminthes), dessen Vertreter auch als Nematoden, Faden-, Schlauch- oder Rundwürmer bezeichnet werden, umfasst über 20.000 Arten. Viele dieser Arten sind freilebend, nur etwa ein Drittel lebt parasitisch bei Pflanzen, Tieren und beim Menschen. Es werden die beiden Klassen Secernentea und Adenophorea unterschieden.

Abb. 1-39 Verschieden geformte Haken von Bandwürmern links: hammerförmige Haken (Davainea, Raillietina),Mitte: aus Kralle, Wurzelfortsatz und Griffstück bestehender Haken (Taenia, Echinococcus, Choanotaenia, Amoebotaenia),rechts: rosendornförmiger Haken (Dipylidium)

Abb. 1-40 Schematischer Bauplan einer geschlechtsreifen Proglottide von einem cyclophylliden Bandwurm

Abb. 1-41 Geschlechtsreifes Bandwurmglied (Taenia sp.)

Abb. 1-42 Gravides Bandwurmglied (Taenia sp.): Uterus mit Medianstamm (roter Pfeil) und Lateralästen (grüner Pfeil), Genitalporus (blauer Pfeil)

Abb. 1-43 Kutikularbildung am Vorderende eines Spiruriden (Dispharynx spiralis): Kordons (Kutikularbänder)

Abb. 1-44 Gestreifte Kutikula (roter Pfeil) und Kutikularbildungen am Vorderende von Strongylus vulgaris: Blätterkränze (grüner Pfeil), Zähne (blauer Pfeil)

Morphologische Merkmale:

• kreisrunder Körperquerschnitt

• langgestreckte, ungegliederte Körperform (je nach Art 1 mm bis 1 m lang, haardünn [Haarwürmer der Gattung Capillaria] bis bleistiftdick [Spulwürmer])

• meist weißlich bis grau-weißlich gefärbt, einige wenige Arten (Blutsauger) haben auch eine rote Körperfärbung z. B. Roter Magenwurm (Haemonchus contortus), Gabelwurm (Syngamus trachea)

• Hautmuskelschlauch, gebildet aus Kutikula, Hypodermis und Längsmuskelschicht

• Die Hypodermis bildet dorsal und ventral nach innen vorspringende Medianlinien, in denen ein Dorsal- bzw. Ventralnerv von vorn nach hinten durch den Nematoden zieht. Jeweils lateral liegen zwei leistenartige Seitenfelder, in denen die Exkretionskanäle durch den Nematoden ziehen und sich am Vorderende H-förmig in einen Ausführungsgang vereinigen und im Exkretionsporus nach außen münden (Secernentea). Die Adenophorea (Trichinella, Trichuris, Capillaria) besitzen am Vorderkörper nur eine einzellige Exkretionsdrüse.

• Die äußere Hülle wird von einer aus Keratin bestehenden, mehrschichtigen, glatten, quer- oder längsgestreiften Kutikula gebildet, die häufig für die Diagnose sehr wichtige artspezifische Kutikularbildungen aufweist (Abb. 1-43, Abb. 1-44, Abb. 1-45):

– Dornen, Platten, bandförmige Verstärkungen auf der äußeren Körperhülle

– Mundkapsel (z. B. Große Strongyliden der Gattung Strongylus, Chabertia ovina)

– Lippen, Zwischenlippen (z. B. Spulwürmer)

– Blätterkränze (z. B. Palisadenwürmer)

– Zähne, Schneidplatten (z. B. Hakenwürmer, Strongylus vulgaris, Strongylus equinus)

– Kordons (Kutikularbänder)

– Kopfblasen (Oesophagostomum spp.)

– flügelartige Zervikal-, Kaudalflügel (z. B. Toxocara spp., Heterakis)

– Analpapillen (z. B. Ascaridia galli) Zervikalhaken, Zervikalpapille (z.B. Haemonchus contortus)

• In der fiüssigkeitsgefüllten primären Leibeshöhle, die als Pseudozoel bezeichnet wird (weil sie nicht von einer eigenen Wand begrenzt wird), „schwimmen” die inneren Organe.

Abb. 1-45 Kutikularbildung am Vorderende von Haemonchus contortus: Zervikalhaken

Abb. 1-46 Kutikularbildung von Haemonchus contortus: Bursa copulatrix (grüner Pfeil), Spikulum (blauer Pfeil), Gubernakulum (roter Pfeil)

Abb. 1-47 Kutikularbildung von Pseudodspidodera sp.: präkloakaler Saugnapf

• kein Blutgefäßsystem und kein Atmungssystem

• meist getrenntgeschlechtlich (nur die parasitisch lebenden Strongyloides-Weibchen vermehren sich parthenogenetisch) mit schlauchförmigen Geschlechtsorganen und akzessorischen Kopulationshilfsorganen, deren Größe und Form sehr wichtig für die Artbestimmung der Nematoden sein können (Abb. 1-46, Abb. 1-47, Abb. 1-48):

– Spikula (Einzahl Spikulum): meist paarig angelegte, Stäbchen- oder fadenförmige, aus Chitin bestehende Kopulationshilfsorgane, die ausgestülpt werden können

– Gubernakulum: vielgestaltige, skierotisierte Gleitschiene für Spikula

– Telamon: Kutikularverdickung in der Kloakenwand

– Bursa copulatrix: meist aus zwei Lateral- und einem Dorsallappen bestehendes Kopulationshilfsorgan der Bursanematoden (Strongyliden, Trichostrongyliden), mit denen die Weibchen bei der Kopulation umfasst und fixiert werden. Die größeren Laterallappen werden durch sechs Rippen, der deutlich kleinere Dorsallappen durch eine unterschiedlich verzweigte Rippe gestützt.

– präkloakaler Saugnapf (Analhaftnapf, Genitalsaugnapf): kreisrunder Saugnapf am Hinterende zum Fixieren während der Paarung (z. B. Heterakis)

– Vulvaklappe: bei den Weibchen einiger Nematoden artspezifisch fehlendes/vorhandenes zungen- oder lappenähnliches Gebilde (z. B. Haemonchus) an der Vulvaöffnung, das auch mit Schuppen oder Dornen besetzt sein kann

• Verdauungskanal mit Mundöffnung, Mundhöhle, Pharynx, Ösophagus, Mitteldarm, Enddarm, Anus (beim Männchen Kloake)

Abb. 1-48 Kutikularbildung des Weibchens von Haemonchus contortus: Vulvaklappe

Abb. 1-49 Schematische Darstellung der vier verschiedenen Ösophagusformen der Nematoden

Abb. 1-50 Kratzer (Prosthorhynchus sp.) von einer Amsel, am Vorderende hakenbesetzter Rüssel (Proboscis roter Pfeil)

• Es werden vier Ösophagusformen unterschieden (Abb. 1-49):

– rhabditiform (rhabditoid): bestehend aus Korpus, Isthmus, Bulbus

– filariform (strongyloid): fadenförmig

– oxyuroid: mit deutlichem Bulbus

– trichuroid: mit Stichosom (besteht aus „geldrollenartig aufgeschichteten”, einzelnen Drüsenzellen)

1.2.4Akanthozephale (Kratzer)

Der Helminthenstamm Acanthocephala hat verhältnismäßig geringe veterinärmedizinische Bedeutung. Kratzer parasitieren im Verdauungstrakt von Wildvögeln, Fischen, Amphibien und spielen bei unseren Haus- und Heimtieren nur gelegentlich eine Rolle. Die ca. 920 bekannten Kratzerarten werden in drei Klassen eingeteilt:

•Archiacanthocephalea: spiralig angeordnete Haken auf dem Rüssel, Parasiten bei terrestrischen Vögeln/ Säugetieren, Zwischenwirte sind Insekten, selten Tausendfüßer

•Palaeacanthocephalea: in Längsreihen angeordnete Haken auf dem Rüssel, Parasiten bei Wirbeltieren, Zwischenwirte sind Kleinkrebse und Asseln

•Eocanthocephalea: Rüssel mit nur wenigen, meist spiralig verlaufenden Haken, Parasiten bei Fischen, gelegentlich Amphibien und aquatischen Reptilien, Zwischenwirte sind aquatische Insekten und Kleinkrebse

Morphologische Merkmale:

• zylindrischer, plumper Körper, ist zweigeteilt (Abb. 1-50) in:

– Präsoma

– Metasoma

• meist wenige Zentimeter lang, einige Arten bis zu 70 cm

• am Vorderende ein kolbenförmiger Rüssel (Proboscis), der in eine Scheide zurückziehbar ist und zur Verankerung in der Darmschleimhaut des Wirts dient

• auf dem Rüssel kräftige Haken, deren Form, Anzahl, Anordnung und Größe arttypisch ist (Abb. 1-51)

Abb. 1-51 Rüssel mit Haken von einem Kratzer (Prosthorhynchus sp.)

Abb. 1-52 Kratzerei mit Acanthor-Larve

Abb. 1-53 Rundes Pferdespulwurmei (Parascaris equorum)

• keine Mundöffnung und kein eigener Darmkanal, die Nährstoffe werden über die Körperwand aufgenommen und über ein verzweigtes Kanalsystem (Lakunensystem) im Körper verteilt

• Am Vorderteil des Körpers ragen zwei, selten auch sechs Organe in das Pseudozoel (Lemnisken).

• Leibeshöhle ist von einem Ligamentstrang durchzogen, mit Ligamentsäcken

• getrenntgeschlechtlich:

– Weibchen mit frei in der Körperhöhle flottierenden Ovarien, Uterus mit Uterusglocke

– Männchen mit zwei (selten einem) kompakten Hoden, einer oder mehreren Zementdrüsen

• ovale Eier mit mehrschichtiger Schale, enthalten Larvenstadium (Acanthor-Larve) mit meist drei Hakenpaaren am Vorderende (Abb. 1-52).

1.2.5Pentastomiden (Zungenwürmer)

Die systematische Stellung der Zungenwürmer (Stamm Pentastomida) ist noch nicht eindeutig geklärt, sie gehören aber in die Nähe der Arthropoden. Die ca. 110 bekannten Arten aus den beiden Klassen Cephalobaenida und Porocephalida parasitieren im Respirationstrakt von Reptilien, wenige auch bei Vögeln oder Säugetieren.

Morphologische Merkmale:

• länglich, drehrund, einige auch zungenförmig und dorsoventral abgeflacht (daher der Name Zungenwürmer)

• wenige Millimeter bis 14 cm lang

• beidseitig von der Mundöffnung befinden sich jeweils zwei in schlitzförmigen Hakentaschen liegende Chitinhaken (daher der Name Pentastomida - „Fünfmund”)

• Der lange Hinterkörper ist äußerlich fein geringelt.

• Hautmuskelschlauch

• keine Atmungs-, Zirkulations- und Exkretionsorgane

• getrenntgeschlechtlich

1.3Beschreibung von Entwicklungsstadien tierischer Parasiten

Sehr viele Parasiten sind im Verdauungstrakt bzw. OrganSystemen, die mit diesem in Verbindung stehen, lokalisiert, so dass Eier, Oozysten oder Larven mit dem Kot nach außen gelangen. Der Nachweis dieser Entwicklungsstadien in Kotproben ist daher das häufigste Verfahren zur Feststellung eines Endoparasitenbefalls. Werden Eier nachgewiesen, spricht man von Ovoskopie, beim Nachweis von Larven von Larvoskopie.

Mit dem qualitativen Nachweis werden die Parasitenarten und mit dem quantitativen Nachweis die Anzahl der Eier/ Oozysten/Larven bestimmt.

Abb. 1-54 Ovale Kokzidien-Oozyste (Eimeria macusaniensis) von einem Alpaka

Abb. 1-55 Zylindrisches Oxyurenei von einer Landschildkröte

1.3.1Eier

Für die Beschreibung und Bestimmung der ausgeschiedenen Eier sind die nachfolgenden Kriterien wichtig.

1.3.1.1Form

Für die Beschreibung der Eiformen wird eine Vielzahl von Begriffen verwendet, die oft im Sinne des Wortes, aber keine korrekte Beschreibung der tatsächlichen Eiform liefern und in verschiedenen Quellen z.T. widersprüchlich verwendet werden. Hierbei kann die Beschreibung zweidimensional (auf eine Fläche bezogen) oder dreidimensional (also räumlich) sein. Hier der Versuch, die Beschreibungen zu systematisieren. In Klammern die jeweils räumliche Variante:

• rund, kreisförmig (sphärisch, kugelförmig, Abb. 1-53)

• fast rund (subsphärisch, fast kugelförmig)

• oval (eiförmig, ovoid): abgeleitet von Ovum (= Ei), Längsseiten verlaufen symmetrisch, ein Pol ist spitzer als der andere (Abb. 1-54)

• elliptisch, (ellipsoid): Längsseiten verlaufen symmetrisch, beide Pole sind gleich geformt

• birnenförmig, pyriform: ein Pol ist deutlich spitzer als der andere

• zylindrisch: parallel verlaufende Längsseiten, auf beiden Seiten breite und gleich geformte Pole (Abb. 1-55)

• asymmetrisch: Längsseiten unterschiedlich gebogen, im Extremfall verläuft eine Längsseite gerade

• spindelförmig: Eipole lang ausgezogen bis hin zu langen Fäden

• unregelmäßig, polygonal: ohne Regel, variabel geformtes Ei

1.3.1.2Größe

Für eine exakte Größenbestimmung muss das Mikroskop eine Messeinrichtung bieten (Okularmikrometer, Bildanalyseprogramm). Vor dem Einsatz müssen die Objektive unbedingt geeicht werden. Nach einiger Zeit und bei Verwendung der immer gleichen Vergrößerungen entwickelt der Untersucher ein Gespür für die Größen und muss im Routinebetrieb immer seltener zur Messeinrichtung greifen. Zu beachten ist, dass die Eigrößen der gleichen Parasitenarten z. T. eine erhebliche Varianz aufweisen und auch die Angaben in verschiedenen Literaturquellen variieren können. Trotzdem kann man die Eier aber grob einteilen in:

• große Eier (z. B. Fasciola-Eier, Eipakete von Dipylidium caninum, Nematodirus-Eier)

• mittelgroße Eier (z. B. Magen-Darm-Strongyliden-Eier, Trichuris-Eier, Moniezia-Eier)

• kleine Eier (z. B. Strongyloides-Eier, Taenien-Onkosphären, Dicrocoelium-Eier)

1.3.1.3Inhalt

Der granulierte Inhalt kann das ganze Ei bis zur Schale ausfüllen. Er setzt sich aus vielen Dotterzellen und einer Eizelle zusammen (zusammengesetzte Eier der Trematoden). Zwischen dem Eiinhalt und der Eischale kann auch ein mehr oder weniger deutlicher Zwischenraum gebildet werden, der Perivittelinraum (Nematodeneier). Im Inneren kann sich auch eine mit Embryonalhäkchen versehene Onkosphäre befinden (Zestodeneier) oder bereits ein Larvenstadium:

• Mirazidium (Wimpernlarve): bei Trematodeneiern

• Korazidium (bewimperte Onkosphäre): bei Bandwürmern der Pseudophyllida

• Nematodenlarve: bei viviparen Nematodenarten

Bei Nematoden können, je nach Entwicklungsstadium der Fortpflanzungsprodukte, beim Verlassen des Endwirts vier verschiedene Fortpflanzungstypen unterschieden werden (Abb. 1-59):

• ovipar ungefurcht: Furchungsprozess hat noch nicht begonnen, Inhalt ungefurcht (Spulwurmeier, Abb. 1-56)

• ovipar gefurcht: Furchungsprozess hat begonnen, mehrere Furchungskugeln im Ei enthalten (dünnschalige Magen-Darm-Strongyliden-Eier, Abb. 1-57)

• ovovivipar: Furchungsprozess noch weiter fortgeschritten, enthält bereits Larvenstadium (Strongyloides-Eier,Abb. 1-58)

• vivipar: es werden Larven abgelegt, lebendgebärender Fortpflanzungstyp (Trichinellen)

Die Farbe des Eiinhaltes kann unterschiedlich sein. Meist herrschen bräunliche, gelbliche oder grünliche Farbtöne vor.

Abb. 1-56 Fortpflanzungstyp ovipar ungefurcht: ungefurchtes Spulwurmei (Toxascaris leonina)

Abb. 1-57 Fortpflanzungstyp ovipar gefurcht: gefurchtes Magen-Darm-Strongyliden-Ei

Abb. 1-58 Fortpflanzungstyp ovovivipar: Ei mit Larvenstadium (Metastrongylus sp.)

Abb. 1-59 Schematische Darstellung der vier verschiedenen Fortpflanzungstypen der Nematoden

Abb. 1-60 Erstes Larvenstadium einer Lungenwurmlarve mit filariformem Ösophagus (Muellerius capillaris)

Abb. 1-61 Vorder- und Hinterende einer bescheideten Larve (drittes Larvenstadium eines Kleinen Strongyliden vom Pferd)

1.3.1.4Schale

Je nach Schalendicke werden unterschieden:

• dünnschalige Eier (z. B. Magen-Darm-Strongyliden-Eier)

• dickschalige Eier (z. B. Spulwurmeier)

Die Eier können eine glatte oder skulpturierte und gemusterte raue Oberfläche besitzen, die farblos oder gefärbt ist (meistens Gelb- oder Brauntöne).

Einige Eier haben besondere Strukturen auf oder in der Eischale:

• Deckelchen an einem Eipol bei Trematodeneiern (außer Pärchenegel, Familie Schistosomatidae) und Bandwurm-Eiern der Pseudophyllida

• Polpfropf (Trichuris, Capillaria)

• Polkappe (Syngamus, Cyathostoma)

• Stachel am Pol oder seitlich am Pol (Schistosoma)

1.3.2Larven

Bei der koproskopischen Untersuchung können Larvenstadien von Parasiten (Lungenwurmlarven, Strongyloides-Larven, bereits geschlüpfte Larven aus Magen-Darm-Strongyliden-Eiern) oder auch von Pseudoparasiten (Erdnematoden-Larven) gefunden werden. Für die Bestimmung der ausgeschiedenen Larven, die allerdings nicht einfach ist und Erfahrung erfordert, sind die folgenden Kriterien wichtig:

• Welches Larvenstadium?

– erstes Larvenstadium der Lungenwürmer ist gut zu bestimmen: unbescheidet, filariformer Ösophagus (Abb. 1-60)

–Dictyocaulus-Larven mit granuliertem, dunklem Darminhalt

– Larven der Kleinen Lungenwürmer glasig-durchsichtig, speziell geformte Hinterenden

– erstes Larvenstadium von Strongyloides-,Magen-Darm-Strongyliden-Larven und Erdnematoden-Larven sind schwer voneinander zu unterscheiden: unbescheidet, rhabditiformer Ösophagus, relativ wenig Darmgranula, variierende Größen, für die Diagnose muss eine Larvenkultur angelegt werden, da sich die dritten Larvenstadien deutlich besser differenzieren lassen

– drittes Larvenstadium der Strongyloides-Larve: unbescheidet, schlank, langer filariformer Ösophagus reicht fast bis zur Körpermitte

– drittes Larvenstadium der Magen-Darm-Strongyliden-Larven: bescheidet, undeutlicher filariformer Ösophagus, unterschiedliche Anzahl von Darmzellen, unterschiedlich lange Scheidenschwänze, unterschiedliche Größen

• Größe (die Larven können sich in der Länge und auch im Durchmesser unterscheiden):

– relativ lange Larven (über 1000 µm, z. B. Nematodirus, Strongylus vulgaris)

– relativ kurze Larven (unter 700 µm, z. B. Bunostomum)

– schlanke Larven (drittes Larvenstadium von Strongyloides)

• Larvenhülle: Larve bescheidet (Abb. 1-61) oder unbescheidet

Abb. 1-62 Drittes Larvenstadium eines Kleinen Strongyliden vom Pferd: Darmzelle (blauer Pfeil), bescheidete Larve (roter Pfeil)

Abb. 1-63 Kokzidien-Oozyste mit Polkappe (Eimeria intricata) vom Schaf

• Ösophagusform (Abb. 1-49):

– rhabditiform (mit oder ohne Präbulbus)

– filariform

• Darminhalt (Abb. 1-62):

– ohne Darminhalt und daher hell durchscheinend

– ungeformte Darmgranula

– zu mehr oder weniger deutlich sicht- und zählbaren Darmzellen geformte Darmgranuala:

– 8 Darmzellen: viele kleine Strongylidenarten, Nematodirus

– 16 Darmzellen: Strongylus equinus, Cooperia, Hae monchus, Ostertagia, Trichostrongylus

– 20 Darmzellen: Strongylus edentatus

– 32 Darmzellen: Strongylus vulgaris, Bunostomum, Chabertia, Oesophagostomum

• Hinterenden:

– abgerundet, stumpf

– spitz

– mit unterschiedlich langem Scheidenschwanz bei den bescheideten Larven

– spezifisch gestaltete Hinterenden (bajonettförmig, mit Einschnürungen, mit Dorsal- oder Enddornen)

• Bewegung: schnell schlängelnd oder träge, langsam seitlich pendelnd

1.3.3Oozysten

Parasiten der Klasse Coccidea innerhalb des Unterstamms Apicomplexa (Syn. Sporozoa) bilden während der Entwicklung Oozysten, die mit dem Kot ausgeschieden werden und in der Außenwelt sehr widerstandsfähig sind. Die Apicomplexa besitzen einen Apikaikomplex im Vorderende der beweglichen Stadien (Zoiten), der aus verschiedenen Organellen besteht (Polring, Konoid, Mikronemen, Rhoptrien u. a.). Zur Klasse Coccidea gehören gegenwärtig drei Ordnungen:

• Ordnung Adeleida (Blutparasiten)

• Ordnung Eimeriida als Kokzidien im „engeren Sinne”:

– Familie Eimeriidae: Gattungen Eimeria, Choleoeimeria, Acroeimeria, Caryospora, Isospora, Cystoisopora

– Familie Sarcocystidae: Gattungen Sarcocystis, Toxoplasma, Hammondia, Neospora, Besnoitia

• Ordnung Cryptosporiida (systematischer Status noch unklar): Gattung Cryptosporidium

Für die Beschreibung der ausgeschiedenen Oozysten sind die gleichen morphologischen Kriterien wie bei den Wurmeiern von Bedeutung: Oozystenform, Oozystenhülle (Stärke der Hüllenwand, Oberfläche, Farbe), Oozysteninhalt (sporuliert, unsporuliert), Oozystengröße und Besonderheiten (Polkappe, Abb. 1-63 und Mikropyle, Abb. 1-64).

Kokzidien-Oozysten werden unsporuliert (Eimeria, Isospora, Toxoplasma, Hammondia, Neospora) ausgeschieden, d. h. im Inneren befindet sich ein runder bis leicht ovaler Sporont. In der Außenwelt erfolgt dann in Abhängigkeit von Temperatur, Feuchtigkeit und Sauerstoffgehalt eine artspezifisch festgelegte Sporalation. Bei einigen Kokzidiengattungen werden bereits sporulierte Oozysten (Abb. 1-65) ausgeschieden (Sarcocystis, Cryptosporidium).

Abb. 1-64 Kokzidien-Oozyste mit Mikropyle (Eimeria irresidua) vom Kaninchen

Abb. 1-65 Sporulierte Kokzidien-Oozyste (Eimeria maxima) vom Huhn: Sporozyste (blauer Pfeil), Stiedakörperchen (roter Pfeil), Polkörperchen (grüner Pfeil)

Die Kokzidien sind sehr wirtsspezifisch und bei vielen Tierarten können mehrere Arten vorkommen, die sich rein morphologisch anhand unsporulierter Oozysten nicht unterscheiden lassen. Erst die Sporulation ermöglicht in diesen Fällen eine Artdifferenzierung. Neben der Sporulationsdauer sind Größe und Form der Sporozysten und Sporozoiten, das Vorhandensein/Fehlen von Oozysten- und Sporozystenrestkörpern, Stiedakörperchen und Polkörperchen dafür von Bedeutung (Abb. 1-66). Für die Artdiagnose ist daher eine im Labor durchgeführte, künstliche Sporulation der Oozysten unter konstanten Bedingungen sehr hilfreich.

Abb. 1-66 Schema einer sporulierten Kokzidien-Oozyste der Gattung Eimeria

Auch die durch Kokzidien verursachten typischen Veränderungen in verschiedenen Darmabschnitten können sehr hilfreich bei der Diagnose sein (Abb. 1-67). Sowohl die charakteristischen makroskopischen Veränderungen an der Darmschleimhaut als auch der Nachweis der Meronten/ Gamonten in Schleimhautabstrichen tragen zur Differenzierung bei.

Eine weitere Möglichkeit besteht in einer Bestimmung der verschiedenen Arten mit molekularbiologischen Methoden (PCR) in Speziallabors.

Abb. 1-67 Durch Eimeria tenella verursachte Blinddarm-Kokzidiose beim Hühnerküken

Es können zwei grundlegende Sporulationstypen unterschieden werden:

•Eimeria-Typ: vollständig sporulierte Kokzidien der Gattungen Eimeria, Choleoeimeria, Acroeimeria, besitzen vier Sporozysten mit je zwei Sporozoiten darin (Abb. 1-68, Abb. 1-69)

•Isospora-Typ: vollständig sporulierte Kokzidien der Gattungen Isospora, Cystoisopora, Sarcocystis, Toxoplasma, Hammondia, Neospora besitzen zwei Sporozysten mit je vier Sporozoiten darin (Abb. 1-70, Abb. 1-71)

Einige Gattungen können auch anders sporulieren:

•Cryptosporidium: vier freie Sporozoiten ohne Sporozyste

•Tyzzeria: acht freie Sporozoiten ohne Sporozyste

•Wenyonella: je vier Sporozoiten in vier Sporozysten

•Caryospora: acht Sporozoiten in einer Sporozyste

Abb. 1-68 Kokzidien-Oozyste mit Sporulation vom Eimeria-Typ: vier Sporozysten mit je zwei Sporozoiten

Abb. 1-69 Schema einer Sporulation vom Eimeria-Typ

Abb. 1-70 Kokzidien-Oozyste mit Sporulation vom Isospora-Typ: zwei Sporozysten mit je vier Sporozoiten

Abb. 1-71 Schema einer Sporulation vom Isospora-Typ

1.3.4Die Präpatentperiode

Die Präpatentperiode oder Präpatenz ist die Zeitspanne von der Infektion mit infektionsfähigen Parasitenstadien bis zum Auftreten von Fortpflanzungsprodukten der Parasiten in den Ausscheidungsprodukten (z. B. Kot).

Der Lebenszyklus eines Parasiten im Endwirt kann in die folgenden Lebensabschnitte unterteilt werden:

•Präpatenz: Infektion des Wirts bis zur Geschlechtsreife des Parasiten

•Patenz: geschlechtlich aktive Zeit, in der Fortpfianzungsprodukte produziert und ausgeschieden werden

•Postpatenz: Zeitraum vom Einstellen der geschlechtlichen Aktivität bis zum Tod des Parasiten

Für die koproskopische Untersuchung hat die Präpatentperiode eine sehr große Bedeutung. In diesem Zeitraum sind die Parasiten noch nicht geschlechtsreif und Fortpflanzungspro-dukte (Eier, Larven, Zysten, Oozysten) der Parasiten daher, trotz einer bestehenden Infektion und möglicherweise auftretenden klinischen Symptomen, mit der Koproskopie nicht nachweisbar. Die Dauer der Präpatentperiode ist artspezifisch, hängt vom Entwicklungszyklus des Parasiten ab und kann einige Tage bis hin zu einigen Monaten betragen. Sie kann bei den breitwirtigen Parasitenarten (euryxene Arten) aber auch, je nach der Wirtstierart, variieren und ist in den Hauptwirten kürzer als in den Nebenwirten. Auch ein höheres Alter oder eine zunehmende Resistenz (Altersresistenz) können die Präpatentperiode verlängern.

Dauer der Präpatentperioden (Schnieder 2006): Wiederkäuer

•Cryptosporidium parvum (Rind): 3–6 Tage

•Eimeria bovis, Eimeria zuernii (Rind): 15–17 Tage

•Eimeria alabamensis (Rind): 6–8 Tage

•Fasciola hepatica (Schaf): 56 Tage (kürzeste Präpatenz), (Rind): 61 Rage (kürzeste Präpatenz)

•Dicrocoelium dendriticum (Rind, Schaf): 40–50 Tage

•Moniezia expansa, M. benedeni (Schaf, Rind): 30–52 Tage

•Strongyloides papillosus (Rind): 9–14 Tage

•Chabertia ovina (Schaf): 42–49 Tage

•Oesophagostomum spp.: ca. 45 Tage

•Bunostomum spp. (Schaf): 49 Tage, (Rind): 56 Tage

•Nematodirus helvetianus: 20–26 Tage

•Trichostrongyliden: je nach Art 14–28 Tage

•Dictyocaulus viviparus (Rind): 21–25 Tage

•Dictyocaulus filaria (Schaf): 26–35 Tage

• Kleine Lungenwürmer (Schaf): je nach Art 28–63 Tage

•Skrjabinema ovis (Schaf): 25–48 Tage

•Trichuris spp.: 53–55 Tage

•Trichuris skrjabini: 42–47 Tage

Pferd

•Eimeria leuckarti: 30–37 Tage

•Fasciola hepatica: experimentell 56 Tage (Fohlen), 91 Tage (ein bis vier Jahre alte Pferde), wird nicht immer patent

• Anoplocephalidae: 42–70 Tage

•Strongyloides westeri: 8–14 Tage

• Kleine Strongyliden: je nach Art 38–98 Tage (meistens 6 Wochen)

•Strongylus vulgaris: 6,5–7 Monate

•Strongylus equinus: 8,5–9 Monate

•Strongylus edentatus: 10,5–11 Monate

•Dictyocaulus arnfieldi: 5,5–14 Wochen

•Parascaris equorum: 10–16 Wochen

•Oxyuris equi: 4,5–5 Monate

Schwein

•Isospora suis: 5–7 Tage

•Strongyloides ransomi: 6–9 Tage

•Oesophagostomum spp.: 17 Tage (oft erheblich länger)

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